Teşhis Testleri ve Prosedürleri

< < < Home

 Christian Hoffmann

Katkıda:
Zekeriya Temircan
Füsun Ferda Erdoğan

Çizimleri ücretsiz pdf’de bulacaksınız.

Teşhis

Enfekte bireylerin hızlı tespiti ve izolasyonu çok önemlidir. Tanı klinik, laboratuvar ve radyolojik özellikler kullanılarak konur. COVID-19’un semptomları ve radyolojik bulguları spesifik olmadığından, SARS-CoV-2 enfeksiyonu, virüsteki belirli bir genetik diziyi çoğaltarak nükleik asit bazlı polimeraz zincir reaksiyonu (PCR) ile doğrulanmalıdır. İlk vakaların yayınlanmasından sadece birkaç gün sonra, ulusal ve Avrupa araştırma ağlarında akademik ve kamu laboratuvarlarının koordinasyonu yoluyla elde edilen muazzam yanıt kapasitesini gösteren SARS-CoV-2 için doğrulanmış bir teşhis iş akışı sunuldu (Corman 2020).

Dünya Sağlık Örgütü tarafından Mart ayında yayınlanan ve 11 Eylül 2020’de güncellenen (WHO 20200911) COVID-19 için şüpheli vakalarda teşhis testi için bir ara kılavuz bulunmaktadır. SARS-CoV-2’nin teşhisinde kullanılan laboratuar tekniklerinin birkaç kapsamlı güncel incelemesi yakın zamanda yayınlandı (Kilic 2020, Loeffelholz 2020).

WHO’ya göre, hastaların klinik yönetimini ve enfeksiyon kontrol önlemlerini desteklemek için test etme kararı “hem klinik hem de epidemiyolojik faktörlere dayanmalıdır”. Semptomatik hastalarda, özellikle semptomları olan tıp uzmanları için derhal bir PCR testi yapılmalıdır. Bu, özellikle bakım evleri ve yüksek ölüm riski olan  büyük salgınların meydana gelebileceği uzun vadeli tesisler için geçerlidir. Bu ortamlarda her gün önemlidir: hem sakinler hem de sağlık bakımı çalışanları derhal test edilmelidir. Tesis çapında test yapılmadan önce belgelenmiş bir vakaya sahip 88 huzurevinde yapılan regresyon analizlerinde, ilk vakanın belirlenmesi ile tesis genelinde testin tamamlanması arasındaki her ek gün, 1.3 ek vakanın teşhisiyle ilişkilendirildi  (Hatfield 2020). Bununla birlikte, testlerin öngörücü değeri, maruziyet ve semptom başlangıcından itibaren geçen süreye göre önemli ölçüde değişir. Yanlış negatif oranı semptomların başlamasından 3 gün sonra veya maruziyetten yaklaşık 8 gün sonra en düşüktür (aşağıya bakın).

Bununla birlikte, sınırlı kaynaklara sahip ortamlarda, kişiler yalnızca pozitif bir bireyle temas halinde olduysa test edilmelidir. PCR ile enfeksiyon prevalansını belirlemeye çalışmak her zaman mantıklı değildir. Örneğin, bir üyede enfeksiyon onaylandıktan sonra karantinaya alınan bir ailede, tüm ev temaslılarının, özellikle de sadece hafif semptomları olan gençlerin test edilmesi gerekmez.

Birçok ülke ve bölge için, yetkililer ve kurumlar tarafından kimin, kim tarafından ve ne zaman test edilmesi gerektiğine dair sürekli güncellenen tavsiyeler bulunmaktadır: bu öneriler sürekli olarak değişmektedir ve yerel epidemiyolojik duruma uyarlanmalıdır. Enfeksiyon oranları ne kadar düşük ve test kapasitesi ne kadar yüksekse, o kadar fazla hasta test edilebilir.

Örnek toplama

Solunum Sistemi

SARS-CoV-2, çok çeşitli doku ve vücut sıvılarında tespit edilebilir. COVID-19’lu 205 hastadan (Wang X 2020) toplanan 1.070 örnek üzerinde yapılan bir çalışmada, bronkoalveolar lavaj sıvısı örnekleri en yüksek pozitif oranları (15’in 14’ü; %93) gösterdi, ardından balgam (104’ün 72’si ; %72) burun sürüntüleri (8’in 5’i; %63), fibrobronkoskopi fırça biyopsisi (13’ün 6’sı ;%46), faringeal sürüntüler (398’in 126’sı ;%32), dışkı (153’ün 44’ü; %29) ve kanda (307’nin 3’ü ; %1) daha düşük oranlarla görüldü.

Solunum salgıları, bileşim açısından oldukça değişken olabilse de, solunum örnekleri, teşhis için tercih edilen örnek türü olmaya devam etmektedir. SARS-CoV-2’nin viral replikasyonu, SARS-CoV’nin (Wolfel 2020) aksine, üst solunum yolu dokularında çok yüksektir. WHO’ya göre, ayakta tedavi edilen hastalardaki üst solunum yolu örneklerinden (nazofaringeal ve orofaringeal sürüntü veya yıkama) PCR için solunum materyali toplanmalıdır (WHO 2020). Hem nazofaringeal hem de orofaringeal sürüntülerden aynı tüpte birleştirilebilen örneklerin alınması tercih edilir. Nazofarengeal sürüntülerin yanı sıra balgamdan (üretilebilirse), endotrakeal aspirattan veya bronkoalveolar lavajdan da örnekler alınabilir. Alt solunum yolu örneklerinin nazofaringeal sürüntülerden daha duyarlı olması muhtemeldir. Özellikle ağır hasta hastalarda, üst solunum yollarına göre alt kısımda genellikle daha fazla virüs bulunur (Huang 2020). Bununla birlikte, her zaman yüksek bir “aerosolizasyon” riski ve dolayısıyla personelin enfekte olma riski vardır.

Hong Kong’daki iki bölgesel hastanede yapılan prospektif bir çalışma, 50 hastanın viral dökülme döneminde toplanan 563 seri numuneyi inceledi: 150 derin boğaz tükürüğü (DTS), 309 havuzlanmış nazofaringeal (NP) ve boğazdan alınan sürüntü ve 104 balgam (derin boğaz tükürüğü için talimatlar: önce kendi tükürüğünüzle gargara yaparak boğazınızı temizleyin ve ardından DTS’yi steril bir şişeye tükürün). Derin boğaz tükürüğü, geleneksel solunum yolu örneklerine kıyasla en düşük viral RNA konsantrasyonunu ve daha düşük bir RT-PCR pozitif oranı üretmiştir. Bukkal sürüntüler de iyi sonuç vermiyor. Nazofarengeal sürüntülerle pozitif olan 11 çocuktan 2’si bukkal sürüntülerle negatif kaldı. Bukkal örnekler için nazofarengeal örneklerle karşılaştırıldığında daha düşük SARS-CoV-2 viral yükleri içeren genel bir eğilim vardı(Kam 2020).

Nazofarengeal sürüntüler – pratik konular

Eküvyon işleminin doğru şekilde yapılması önemlidir. Hem nazofarenks hem de orofaringeal sürüntülerin tümü yanlış negatif sonuçlara yol açabilecek bir dizi hata seçeneğine sahiptir. Ek olarak, muayene eden kişiyi tehlikeye atmamak için koruyucu önlemler alınmalıdır. Her pamuklu çubuk yüksek bir enfeksiyon riski taşır! Solunum koruması, koruyucu gözlükler, önlükler ve eldivenler gereklidir. Koruyucu giysilerin doğru şekilde giyilmesinin ve çıkarılmasının alıştırması yapılmalıdır! Sadece koruyucu maskeyi çıkarırken bile birçok hata meydana gelir. Nazofaringeal ve boğaz sürüntülerinden örnek toplamak, hastalar için rahatsızlığa neden olabilir ve sağlık çalışanlarını risk altına sokabilir. Düzgün yapılmazsa karmaşık ve hassas anatomiye sahip hastalarda, beyin omurilik sıvısı sızıntısı gibi yan etkiler riski vardır (Sullivan 2020). Koruma, hazırlık, ekipman, kullanım, kişisel koruyucu ekipmanların çıkarılması vb. konularla ilgili çok faydalı bir video var (Marty 2020).

Sürüntü almak için hasta bir sandalyeye oturmalı ve başını hafifçe arkaya koymalıdır. Olası herhangi bir öksürük damlasını önlemek için muayene eden kişi hafifçe kaymış bir pozisyonda durmalıdır. Hastaya işlemin kısa süreliğine rahatsızlık verebileceğini söylemelisiniz. Virüs tespiti için uygun ve mümkün olan en esnek plastik şafta sahip pamuklu çubuklar kullanılmalıdır. Tahta çubuklar virüsleri etkisiz hale getirebilir ve yüksek yaralanma riski oluşturabilir. Çubuk, bir kurşun kalem gibi baş ve işaret parmağı arasında tutulmalı, böylece uç kısmı hiçbir şeye değmemelidir. Nazofarenksin arka duvarına genellikle 5-7 cm sonra ulaşılır, bu da hafif bir dirençle gösterilir. Orta türbinat nazal sürüntüler daha az hassas olabilir (Pinninti 2020). Boğazdan çubuğu alırken dişlere ve dile dokunmaktan kaçınılmalıdır; çubuk, doğrudan uvulanın yanındaki arka duvardan çıkarılmalıdır. Tıkaç refleksine dikkat edin! Eküvyon işleminin doğru şekilde yürütülmesi için internette çok sayıda pratik video vardır.

Sağlık çalışanlarına maruz kalma riskini ve kişisel koruyucu ekipmanın tükenmesini en aza indirmek için, bunu evde yapabilen (yani çoğu!) hastalar için sürüntü talimatları oluşturduk. Uygun talimattan sonra, eküvyon işlemini kendileri gerçekleştirebilirler. Tüpleri olan bir kurye doğrudan hastanın evine gönderilir ve kurye tüpleri kapıya yerleştirir. Hasta ve kurye arasında doğrudan temastan kaçınılmalıdır. Eküvyon tüplerine kurye dokunmamalıdır (ya doğrudan bir çantaya koyun ya da ters çevrilmiş bir çantayla toplayın) ve doğrudan geri getirmelidir (postayla gönderilmemelidir!). Bu önceden, kesin talimat gerektirir, ancak genellikle uygundur. Denetimsiz evde sürüntü toplama, klinisyen tarafından toplanan nazofaringeal sürüntü toplama ile karşılaştırılabilir düzeydedir (McCulloch 2020). Bugüne kadarki en büyük çalışmalardan birinde, üst solunum yolu enfeksiyonu olan toplam 530 hastaya talimatlar verilmiş ve dil, burun ve orta konka örnekleri almaları istenmiştir (Tu 2020). Daha sonra hastadan bir sağlık çalışanı tarafından nazofaringeal bir numune alınmıştır. Bu NP örneği karşılaştırıcı olarak kullanıldığında, hastalar tarafından toplanan dil, nazal ve orta konka örneklerinin tahmini hassasiyetleri sırasıyla% 89.8,% 94.0 ve% 96.2 idi.

Eküvyonlar kuru veya az miktarda NaCl solüsyonu içinde saklanabilir; Gerekirse bu durum önceden laboratuvar ile netleştirilmelidir. Tercihen hızlı PCR incelemesi, yani mümkünse aynı gün içinde olması önemlidir. Isı ve daha uzun süre depolama yanlış negatif sonuçlara yol açabilir (Pan 2020).

Alt solunum yolu örnekleri, daha şiddetli solunum hastalığı olan hastalarda balgam (üretilirse) ve / veya endotrakeal aspirat veya bronkoalveolar lavajı içerebilir. Bununla birlikte, yüksek bir aerosolizasyon riski göz önünde bulundurulmalıdır (enfeksiyon önleme ve kontrol prosedürlerine kesinlikle uyun). Kanda ve dışkıda COVID-19 virüsü tespit edildiğinden ek klinik örnekler toplanabilir (aşağıya bakın).

SARS-CoV-2, birçok solunum virüsünün aksine tükürükte mevcuttur ve birkaç çalışma, posterior orofaringeal (derin boğaz) tükürük örneklerinin uygulanabilir ve hastalar ve sağlık çalışanları için daha kabul edilebilir olduğunu göstermiştir (To 2020, Yu 2020, Wyllie 2020, Yokota 2020). Semptomları COVID-19 ile uyumlu olduğu düşünülen 216 hastadan alınan “geliştirilmiş” tükürük örnekleri (güçlü koklama, ortaya çıkan öksürük ve tükürük / salgıların toplanması) üzerine yapılan büyük bir çalışmada, %100 pozitif uyuşma (38/38 pozitif örnek) ve %99.4 negatif uyuşma (177/178 negatif örnek) gözlenmiştir.

Dışkı yoluyla bulaşma

Henüz fekal-oral yolla bulaşma vakası bildirilmemiş olmasına rağmen, SARS-CoV-2’nin gastrointestinal sistemde aktif olarak kopyalandığına dair kanıtlar da vardır. Birkaç çalışma, dışkı örneklerinde SARS-CoV-2 viral RNA’nın uzun süreli varlığını göstermiştir (Chen 2020, Wu 2020). 26 çalışmanın sonuçlarını birleştiren hızlı bir inceleme, fekal RNA için test edilen hastaların% 54’ünün pozitif olduğunu ortaya koydu. Dışkıda viral bulaşma süresi, negatif bir nazofaringeal sürüntüden sonra 1 ila 33 gün arasında değişiyordu (Gupta 2020). 17 çalışmanın başka bir meta-analizinde, dışkı SARS-CoV-2 RNA’nın havuzlanmış saptama oranı, hasta ve örnek sayısına göre sırasıyla %44 ve %34 idi. Gastrointestinal semptomlarla (%77’ye karşı %58) veya daha şiddetli bir hastalığa (%68’e karşı %35) sahip hastalar daha yüksek bir tespit oranına sahip olma eğilimindeydi.

Bu çalışmalar, negatif faringeal sürüntüleri olan hastaların gerçekten virüssüz olup olmadığı veya ek vücut bölgelerinin örneklenmesi gerekip gerekmediği konusunda endişeleri artırmıştır. Bununla birlikte, bu bulguların klinik önemi belirsizliğini koruyor ve yüksek virüs RNA konsantrasyonlarına sahip olmasına rağmen dışkı örneklerinden bulaşıcı virüsü tespit etmeyen bir çalışma var (Wolfel 2020). Bu nedenle, nükleik asidin varlığı tek başına viral bulaşma veya enfeksiyon potansiyelini tanımlamak için kullanılamaz (Atkinson 2020). SARS-CoV veya MERS-CoV dahil olmak üzere birçok viral hastalık için, viral RNA’nın bulaşıcı virüsün ortadan kalkmasından uzun süre sonra tespit edilebileceği iyi bilinmektedir.

Solunum ve sindirim sistemi dışındaki örnekler: kan, idrar, anne sütü

  1. Kan – hafif veya orta şiddette hastalığı olan hastalarda SARS-CoV-2 nispeten nadiren kanda tespit edilir (Wang W 2020, Wolfel 2020). Wuhan’daki 7,425 kan bağışı üzerinde yapılan bir tarama çalışmasında, 2 asemptomatik donörden alınan plazma örnekleri viral RNA için pozitif bulundu (Chang 2020). Kore’de yapılan bir başka çalışmada, daha sonra COVID-19 ile doğrulanmış vakalar olarak tanımlanan yedi asemptomatik kan donörü bulundu. 9 trombosit veya kırmızı kan hücresi transfüzyonu alıcısının hiçbiri SARS-CoV-2 RNA için pozitif test edilmedi. SARS-CoV-2’nin transfüzyon geçişinin olası olmadığı kabul edildi (Kwon 2020). Dışkıda olduğu gibi, kandaki tespit edilebilir RNA’nın enfeksiyonu ifade edip etmediği belirsizliğini koruyor. 167 hastanede yatan hasta üzerinde yapılan bir çalışmada, SARS-CoV-2, hastaneye kabulde 64 hastada bulundu, 106 serum PCR negatif hastadan 3’ü ve 61 pozitif hastanın 15’i öldü (Hagman 2020). Ancak, SARS-CoV-2 “RNAemia” nın klinik önemi tanımlanmalıdır.
  2. İdrar – 72 idrar örneğinden hiçbiri pozitif test edilmemiştir (Wang X 2020).
  3. Anne sütü – bir vaka raporunda, enfekte bir anneden alınan anne sütü örneklerinde SARSCoV2 RNA art arda 4 günde de tespit edilmiştir. Sütteki viral RNA tespiti, hafif COVID19 semptomları ve yenidoğanın SARSCoV2 pozitif tanı testi (Groß 2020) ile çakıştı. Ancak bu nadir olan bir durum. 18 enfekte kadından alınan 64 anne sütü numunesi arasında, SARS-CoV-2 RNA sadece bir süt numunesinde tespit edilmiştir; bu örnek için viral kültür negatifti. Bu veriler, SARS-CoV-2 RNA’nın replikasyona yetkin virüsü temsil etmediğini ve anne sütünün bebek için bir enfeksiyon kaynağı olmayabileceğini göstermektedir (Chambers 2020). Anne sütünde aktarılan antikorların vaka raporları da bildirilmiştir.(Dong 2020).
  4. Vajinal sıvı – COVID-19’lu 10 kadının tüm örnekleri negatifti(Saito 2020).
  5. Semen – İyileşme aşamasında 12 hastadan alınan örneklerde virüs yokluğu tespit edildi. (Song 2020).
  6. Gözyaşları ve konjunktival sekresyonlar – nazofaringeal ve orofaringeal sürüntülerin RT-PCR’ı ile pozitif test edilen 40 hasta (10 konjunktivitli) arasında, konjunktival sürüntü PCR’ı biri konjunktivit olan 3 hastada pozitifti. (Atum 2020).

PCR

Dünya çapındaki laboratuvarlar SARS-CoV-2 için PCR testlerini, virüsün genetik dizisinin farklı bölümlerini hedefleyen farklı primerler kullanarak özelleştirdiklerinden, onlarca şirket içi ve ticari rRT-PCR testi mevcuttur. Yakın zamanda farklı testler ve teşhis cihazlarının bir incelemesi yayınlandı (Loeffelholz 2020). İki RdRp hedefi (IP2 ve IP4) için SARS-CoV-2’nin saptanması için gerçek zamanlı (RT) -PCR tahlilleri için bir protokola bu siteden ulaşabilirsiniz, https://www.who.int/docs/default-source/coronaviruse/real-time-rt-pcr-assays-for-the-detection-of-sars-cov-2-institut-pasteur-paris.pdf?sfvrsn=3662fcb6_2

SARS-CoV-2’nin RNA’ya bağımlı RNA polimeraz (RdRp) / helikaz, sivri uç ve nükleokapsid genlerini hedefleyen yeni gerçek zamanlı RT-PCR testleri, COVID-19’un laboratuvar teşhisini iyileştirmeye yardımcı olabilir. Çoğu Avrupa laboratuvarında kullanılan rapor edilen RdRp-P2 testi ile karşılaştırıldığında, bu testler hücre kültüründe SARS-CoV ile çapraz reaksiyona girmez ve daha duyarlı ve spesifik olabilir (Chan JF 2020).

Ticari kitlerin tespit limitleri önemli ölçüde farklılık gösterebilir. Bununla birlikte, karşılaştırmalı çalışmaların çoğu, dünya çapında tarama amaçlarına yüksek hassasiyet ve uygunluk göstermiştir:

  • Mart 2020’de Almanya’daki yedi laboratuvarda kullanılan 11 farklı RT-PCR test sisteminin karşılaştırmasında, RT-PCR testlerinin çoğu reaksiyon başına yaklaşık 5 RNA kopyası tespit etti (Münchhoff 2020). Orijinal Charité RdRp gen doğrulama protokolü için, pandeminin ilk haftalarında bazı vakaların doğrulanmasını etkilemiş olabilecek, azalmış bir duyarlılık kaydedildi. CDC N1 primer / prob seti, COVID-19 hastalarından alınan solunum materyali, dışkı ve serumdan alınan nükleik asit özütlerinde SARS-CoV-2’nin saptanması için hassas ve sağlamdı.
  • Damlacık dijital PCR ile ölçülen havuzlanmış hasta materyalinin seri dilüsyonlarını kullanan yedi SARS-CoV-2 testi için analitik saptama limitleri. Tespit sınırları, ticari yüksek verimli laboratuvar analizörleri (Roche cobas, Abbott m2000, and Hologic Panther Fusion) için 10 ila 74 kopya / ml ve numuneden yanıt ve bakım noktası cihazları (DiaSorin Simplexa, GenMark ePlex) için 167 ila 511 kopya / ml aralığındaydı. (Abbott ID NOW) (Fung 2020).
  • Toplam 239 numune (168’i SARS-CoV-2 içerir) beş test yöntemi (Procop 2020) ile test edilmiştir. Bir nükleik asit ekstraksiyon aşaması içermeyen tahliller, bu aşamayı içeren tahlillere göre daha fazla yanlış negatif reaksiyon üretti. Yanlış negatif oranlar, CDC 2019 nCoV Gerçek Zamanlı RT-PCR Tanı Paneli için %0, TIB MOLBIOL Testi (Roche) için %3,5, Xpert Xpress SARS-CoV-2 (Cepheid) için %2,4, Simplexa için %11,9, COVID-19 Doğrudan Kiti (DiaSorin) ve ID NOW COVID-19 (Abbott) için %16,7 oranındaydı. Yanlış negatiflerin çoğu viral yükleri düşük hastalarda  görülmüştür.

Nitel PCR

Rutin teşhislerde kalitatif bir PCR (“pozitif veya negatif”) genellikle yeterlidir. Viral RNA’nın kantifikasyonu şu anda (hala) yalnızca akademik ilgi konusudur. Yanlış pozitif sonuçlar çok nadirdir. Ancak meydana gelirler. Bu testlerin analitik özgüllüğü genellikle % 100 olsa da, kontaminasyon (NAT prosedürleri için önemli bir problem) ve/veya numunelerin veya verilerin işlenmesindeki insan hatası (tamamen ortadan kaldırılması çok zor) nedeniyle klinik özgüllük daha azdır. Serolojide görüldüğü gibi (aşağıya bakın), bu yanlış pozitif sonuçlar, yaygınlık düşük olduğunda önemli etkilere sahip olabilir (Andrew Cohen, kişisel iletişim). Herhangi bir kalitatif PCR’nin diğer bir sorunu, birçok nedeni olabilen yanlış negatif sonuçlardır (inceleme: Woloshin 2020). Yanlış yaymalar özellikle yaygındır, ancak laboratuvar hataları da meydana gelir. Toplam 1.330 solunum örneği içeren 7 çalışmanın gözden geçirilmesinde, yazarlar enfeksiyondan bu yana her gün RT-PCR’nin yanlış-negatif oranını tahmin ettiler. Semptom başlangıcından önceki 4 gün içinde oran % 100’den % 67’ye düştü. Semptomun başladığı gün (5. gün), oran % 38 idi, % 20’ye düştü (8. gün) ve ardından % 21’den (9. gün) % 66’ya (21. gün) tekrar yükselmeye başladı. Klinik şüphe yüksekse, enfeksiyon tek başına RT-PCR temelinde dışlanmamalıdır. Yanlış negatif oranı, semptomların başlamasından 3 gün sonra veya maruziyetten yaklaşık 8 gün sonra en düşüktür (Kucirka 2020). Şekil 1, SARS-CoV-2 enfeksiyonu sırasında PCR ve antikor tespitini göstermektedir.

 

Şekil 1. SARS-CoV-2’nin tespiti için teşhis belirteçlerinin zaman çizelgesi. AB = Antikor.

 

Negatif PCR durumunda yeniden test etmemiz gerekiyor mu? Birkaç çalışma bu stratejiye karşı çıkıyor ve tekrarlanan testlerle çok düşük negatif-pozitif dönüşüm oranları buluyor (Lepak 2020). 20.912 hasta arasında, bir çalışma, klinik gerekçelerle 7 gün içinde tekrar test edilen nazofaringeal sürüntü ile başlangıçta negatif olan bireyler arasında SARS-CoV-2 RT-PCR testi uyumsuzluk sıklığını analiz etti. Bu pencerede müteakip pozitifliğin sıklığı sadece % 3,5 idi ve kurumlar arasında benzerdi (Uzun 2020). İlk PCR negatif ise, ikinci bir PCR sadece az sayıda pozitif sonuç verir gibi görünmektedir. Çeşitli çalışmalar, asemptomatik hastaların da pozitif PCR sonuçlarına sahip olduğunu ve virüsü bulaştırabileceğini göstermiştir (Bai 2020, Cereda 2020, Rothe 2020). Asemptomatik hastalarda SARS-CoV-2 (“viral yük”) için RT-PCR döngü eşik değerleri semptomatik hastalardakine benzerdir (Lee S 2020, Lavezzo 2020). Semptomatik hastalarda viral dökülme ilk semptomların ortaya çıkmasından 2 ila 3 gün önce başlayabilir. 94 hastada toplam 414 boğaz sürüntüsü analiz edildiğinde, boğaz sürüntülerinde en yüksek viral yük semptomun başladığı anda bulundu. Bulaşıcılık semptom başlangıcından 2.3 gün önce (% 95 CI, 0.8-3.0 gün) başladı ve semptom başlangıcından 0.7 gün önce zirve yaptı (He 2020). Bulaşıcılığın 7 gün içinde hızla azalacağı tahmin ediliyordu. 113 semptomatik hastadan oluşan bir kohortta, SARS-CoV-2 RNA’nın ortalama tespit süresi, hastalığın başlangıcından itibaren ölçüldüğünde 17 gündü (çeyrekler arası 13-22 gün). Bazı hastalarda, PCR daha da uzun süre pozitifti: erkek cinsiyet ve şiddetli bir seyir (invazif mekanik ventilasyon), uzun süreli dökülme için bağımsız risk faktörleriydi (Xu K 2020). Hastalardan gelen birkaç rapor, tekrar tekrar medyanın ilgisini çekmiştir ve tekrarlanan negatif PCR ve klinik iyileşmeden sonra olumlu sonuçlar göstermiştir (Lan 2020, Xiao AT 2020, Yuan 2020). Bu çalışmalar COVID-19’un yeniden aktivasyonu veya yeniden enfeksiyonu sorusunu gündeme getirmiştir (aşağıya bakın, Klinik Sunum bölümü, sayfa 225). Bununla birlikte, metodolojik problemler nedeniyle sonuçların çok daha muhtemel olması muhtemel görünmektedir (Li 2020). Düşük virüs seviyelerinde, özellikle enfeksiyonun son günlerinde, viral yük dalgalanabilir ve bazen tespit edilebilir, bazen tespit edilemez (Wolfel 2020). Yeniden etkinleştirme ve ayrıca hızlı bir yeniden enfeksiyon, koronavirüsler için çok sıra dışı olacaktır.

 

Viral yükün nicelendirilmesi

Çeşitli çalışmalar, farklı örneklerde SARS-CoV-2 viral yükünü değerlendirmiştir. Küçük bir prospektif çalışmada, 17 semptomatik hastadan elde edilen burun ve boğaz sürüntülerindeki viral yük, herhangi bir semptomun başlangıç ​​günü ile ilişkili olarak analiz edildi (Zou 2020). Asemptomatik hastalarda tespit edilen viral yük semptomatik hastalardakine benzerdi, bu da asemptomatik veya minimal semptomatik hastaların bulaşma potansiyelini düşündürür. 82 enfekte birey üzerinde yapılan başka bir çalışmada, boğaz sürüntüsü ve balgam örneklerindeki viral yükler, boğazda yaklaşık 79.900 kopya / ml’den balgamda mL başına 752.000 kopyaya kadar değişen semptomların başlamasından yaklaşık 5-6 gün sonra zirve yaptı (Pan 2020 ). Orofaringeal tükürük örnekleri üzerine yapılan bir çalışmada, SARS’ın aksine, COVID-19 hastaları, bu salgının hızlı yayılan doğasını açıklayabilecek en yüksek viral yüke prezentasyon sırasında sahipti (2020’ye kadar). Sunum sırasında posterior orofaringeal tükürük veya diğer solunum örneklerindeki medyan viral yük, bu çalışmada mL başına 5.2 log10 kopya (IQR 4.1-7.0) olmuştur. 76 hastadan alınan toplam 323 örnekte, balgamdaki ortalama viral yük (17.429 kopya/test), boğaz swablarından (2.552 kopya) ve nazal swablardan (651 kopya) önemli ölçüde daha yüksekti. Viral yük, erken ve ilerleyen aşamalarda iyileşme aşamasına göre daha yüksekti (Yu 2020). Yakın zamanda yayınlanan bir araştırmaya göre, viral bulaşma, ilk semptomların ortaya çıkmasından 2-3 gün önce başlayabilir ve bulaşıcılık profili, SARS’tan daha çok influenzanınkine benzeyebilir (He 2020). Daha yüksek viral yükler, ciddi klinik sonuçlarla ilişkilendirilebilir. New York’tan hastanede yatan, semptomatik hastalardan oluşan geniş bir kohortta (n = 1145) viral yükler ölçüldü. Birkaç karıştırıcı için ayarlanan bir Cox orantısal risk modelinde, viral yük ile ölüm arasında önemli bağımsız bir ilişki vardı (tehlike oranı 1.07,% 95 CI 1.03-1.11, p=0.0014), dönüştürülen her bir günlük için tehlikede % 7 artış kopya/mL’ dır (Pujadas 2020). Bununla birlikte, SARS-CoV-2 viral yükünün hastalık şiddetini ve prognozu değerlendirmede bir belirteç olarak rolünü değerlendirmek için prospektif çalışmalara ihtiyaç vardır. Viral yükü ölçmeli miyiz? Muhtemelen evet. Klinik uygulamada yardımcı olabilir. Pozitif bir RT-qPCR sonucu, kişinin hala bulaşıcı olduğu veya hala anlamlı bir hastalığı olduğu anlamına gelmeyebilir. RNA, cansız virüsten olabilir ve/veya canlı virüs miktarı, iletim için çok düşük olabilir.

Çevrim eşiği (Ct) değerleri

RT-qPCR, önce RNA’yı DNA’ya ters transkripsiyona sokarak ve ardından bir floresan sinyalinin amplifiye edilmiş nükleik asit miktarıyla orantılı olarak arttığı qPCR gerçekleştirerek kantifikasyon sağlar. Floresan belirli sayıda PCR döngüsü içinde belirli bir eşiğe ulaşırsa test pozitiftir (Ct değeri, viral yük ile ters orantılıdır). Birçok qPCR testi, çok az sayıda başlangıç ​​RNA molekülünün saptanmasına izin veren 40 Ct kesimi kullanır. Bazı uzmanlar (Tom 2020), bu Ct değerini kullanmayı veya karar vermeyi iyileştirmeye yardımcı olabilecek viral yükü hesaplamayı önermektedir (daha kısa izolasyon, vb.). Ne yazık ki, seri seyreltme örneklerinden ve tahmini viral yüklerden Ct değerleri sağlayan çalışmalardan hesaplanan standart eğrilerin hala geniş bir heterojenliği ve tutarsızlığı vardır. Diğer uzmanlara göre, COVID-19 yayınlarında gösterilen SARS-CoV-2 RT-PCR sonuçlarının Ct değerlerini yorumlarken, farklı çalışmalarda karşılaştırmak için viral yük kinetiğinin yanlış anlaşılmasını önlemek için önlemlere ihtiyaç vardır (Han 2020). Niteliksel bir PCR testinde (“viral yük”) “miktar” ın bir vekil göstergesi olarak Ct değerleri ile ilgili olarak dikkatli olunması gerekir. Sonuçlar farklı testler, farklı gen hedefleri ve farklı örnek türleri arasında aktarılamaz (Poon 2020). Bununla birlikte, bazı klinik anahtar çalışmalar burada listelenmiştir:

  • COVID-19’lu 678 hastada, hastane içi mortalite “yüksek viral yük” (Ct <25; n = 220) ile% 35.0, “orta viral yük” ile % 17.6 (Ct 25-30; n = 216) ve “düşük viral yük” ile % 6.2 oldu (Ct> 30; n = 242). Yüksek viral yük, çok değişkenli modellerde (Magleby 2020) bağımsız olarak mortalite (ayarlanmış olasılık oranı 6.05;% 95 CI: 2.92-12.52) ve entübasyon (aOR 2.73;% 95 CI: 1.68-4.44) ile ilişkilendirilmiştir.
  • 70 hastadan oluşan prospektif bir seri örnekleme, semptom başlangıcından 9 ve 36 gün sonra meydana gelen klinik olarak anlamlı Ct değerleri, yani 24 Ct (“yüksek viral yük”) ve> 40 (“negatif”) ortaya çıkardı (Lesho 2020).
  • NP swab ile SARS-CoV-2 için pozitif test eden 93 hane üyesi (indeks vakalar dahil) arasında, Ct değerleri semptom başlangıcından hemen sonra en düşüktü ve başlangıçtan bu yana geçen süre ile önemli ölçüde korelasyon gösterdi; semptom başlangıcından sonraki 7 gün içinde, medyan Ct değeri 26,5 iken, başlangıcından 21 gün sonra 35,0 medyan Ct değeri oldu (Salvatore 2020).
  • Virüs kültürü, RT-PCR ile SARS-CoV-2 için pozitif test edilen 324 örnekten (253 vakadan) denendi. Ct değerleri, yetiştirilebilir virüs ile güçlü bir şekilde ilişkilidir. Virüs kültürleme olasılığı Ct> 35 olan numunelerde% 8’e ve başlangıcından 10 gün sonra% 6’ya (% 95 CI:% 0.9-31.2) düşmüştür (Singanayagam 2020).
  • Kesitsel bir çalışma, hücre hatlarını enfekte etme yetenekleri açısından PCR pozitif numuneler belirledi. 90 örnekten yalnızca% 29’u viral büyüme gösterdi. Ct> 24 veya semptom süresi> 8 gün olan numunelerde üreme olmadı (Bullard 2020).

Geleneksel RT-PCR dışındaki test sistemleri

Hızlı teşhise erişim, SARS-CoV-2 pandemisinin kontrolünün anahtarıdır. Gelecekte, bakım noktası testleri, merkezi laboratuvarlar üzerindeki baskıyı hafifletebilir ve genel test kapasitesini artırabilir. PCR’nin yanı sıra, CRISPR (düzenli aralıklarla kümelenmiş kısa palindromik tekrar’ları hedefleyen), izotermal nükleik asit amplifikasyon teknolojileri (örneğin, ters transkripsiyon döngü aracılı izotermal amplifikasyon (RT-LAMP) ve moleküler mikro dizi tahlilleri geliştirme aşamasındadır veya ticarileştirilme sürecindedir. WHO’ya göre 11 Eylül’de, bu tahlillerin analitik ve klinik performansının doğrulanması, potansiyel operasyonel faydalarının gösterilmesi, verilerin hızlı paylaşımı, yanı sıra üretilebilir, iyi performans gösteren testlerin acil düzenleyici incelemesinin yanı sıra “SARS-CoV-2 testine erişimi artırmak için teşvik edilmektedir” (WHO 20200911).

Bakım noktası testleri

Bakım noktası testleri, laboratuvar ortamlarının dışında testleri kolaylaştırmak için kullanımı kolay cihazlardır (Guglielmi 2020, Joung 2020). Hevesle bekleniyorlar. Ama oyunun kurallarını değiştirecekler mi? 6 Mayıs’ta FDA, Sherlock Biosciences tarafından pazarlanan CRISPR tabanlı SARS-CoV-2 floresan testi için acil kullanım izni verdi. Bu basit SARS-CoV-2 testi, viral RNA’nın basitleştirilmiş ekstraksiyonunu izotermal amplifikasyon ve CRISPR aracılı tespit ile birleştirir. Sonuçlar, minimum ekipmanla bir saat içinde alınabilir. İlk sonuçlar (n = 202 pozitif / 200 negatif örnek): duyarlılık % 93,1, özgüllük % 98,5 (Joung 2020) olarak bulundu. Bununla birlikte, kullanımı hala yüksek karmaşıklık testleri yapmak için onaylanmış laboratuvarlarla sınırlı kalmaktadır. Tüm bileşenlerin CRISPR tabanlı nükleik asit tespiti için tek bir kapta inkübe edilmesine olanak tanıyan ve basit, hepsi bir arada moleküler tanılamayı sağlayan, hepsi bir arada ikili CRISPR-Cas12a (Ding 2020) hakkında, ayrı ve karmaşık manuel işlemlere gerek kalmadan başka raporlar da var. 6 Mayıs’ta FDA ayrıca (EUA) Quidel’in Sofia 2 SARS Antijen Floresan İmmünoassayini yetkilendirdi. Bu test, özel bir analizörde okunmalıdır ve SARS-CoV-2 nükleokapsid proteinini nazofaringeal sürüntülerden 15 dakika içinde tespit eder. Üreticiye göre, test kabul edilebilir klinik duyarlılık gösterdi ve 47/59 enfeksiyon (% 80) tespit etti. Başka bir çalışmada, CovidNudge testi olarak adlandırılan test, standart laboratuvar tabanlı RT-PCR (Gibani 2020) ile karşılaştırıldığında % 94 duyarlılığa ve % 100 özgülüğe sahipti. Diğer çalışmalarda hassasiyet çok daha düşüktü. BIOCREDIT COVID-19 antijen testi, RT-PCR’den 10.000 kat daha az duyarlıdır ve COVID-19 hastalarından alınan RT-PCR-pozitif numunelerin % 11.1 ila % 45.7’si arasında tespit edilmiştir (Mak 2020). Antijen testlerinin yanı sıra, yakın zamanda birkaç hızlı nükleik asit amplifikasyon testi yayınlandı (Collier 2020). Abbott ID NOW COVID-19 testi (RdRp viral hedefin izo-termal nükleik asit amplifikasyonu kullanılarak) 5 dakika kadar kısa bir sürede pozitif sonuçlar üretebilir. Bir çalışmada sonuçlar, nazofaringeal sürüntüler kullanılarak RT-PCR Cepheid Xpert Xpress SARS-CoV-2 ile karşılaştırıldı (Basu 2020). Toplama yöntemi ve numune türünden bağımsız olarak, hızlı test, viral taşıma ortamında nazofaringeal sürüntüler kullanılırken PCR ile pozitif test edilen numunelerin üçte birinde ve kuru burun sürüntüleri kullanılırken % 45 oranında negatif sonuç verdi. Bu tür “Ters Transkripsiyon Döngüsü Aracılı İzotermal Amplifikasyon” testleri (RT-LAMP), çeşitli biyolojik örnekler üzerinde merkezi bir laboratuvarın dışında kullanılabilir. Uzmanlık eğitimi veya ekipmanı olmaksızın bireyler tarafından tamamlanabilirler ve risk noktasında SARS-CoV-2’nin yayılmasıyla mücadele için yeni bir teşhis stratejisi sağlayabilir (Lamb 2020). Düşük (veya hala kanıtlanmamış) duyarlılık göz önüne alındığında, bu testler, bulaşıcı bireyleri çok hızlı bir şekilde, yani acil durum ünitesinde tanımlamak için erken yardımcı bir araç olarak hizmet edebilir. Bu testler, yatağın kapanmasını önlemeye, bakım evlerine taburcu olmaya ve hastane prosedürlerine erişimi hızlandırmaya yardımcı olur. Bazı uzmanlar daha da iyimser: Ucuz, basit, hızlı testlerin sık kullanımı, analitik hassasiyetleri kıyaslama testlerinden çok daha düşük olsa bile çok önemlidir. Kilit soru, moleküllerin tek bir örnekte ne kadar iyi tespit edilebileceği değil – genel bir test stratejisinin parçası olarak belirli bir testin tekrar tekrar kullanılmasıyla bir popülasyonda enfeksiyonların ne kadar etkili bir şekilde tespit edilebileceğidir – test rejiminin duyarlılığı (Mina 2020).

PCR test kitlerinin yetersiz olduğu durumlarda teşhis

Hiç şüphe yok ki, genel hedef mümkün olduğu kadar çok enfeksiyonu tespit etmek olmalıdır. Bununla birlikte, birçok ülkede, tedarik test kitlerinin yetersizliği, artan enfekte nüfusun ihtiyaçlarını karşılamamaktadır. Özellikle düşük prevalanslı ortamlarda, numune havuzlaması maliyetleri düşürmek ve sonuçları hızlandırmak için bir seçenektir. Bu yaklaşımda, çok sayıda hastadan alınan küçük hacimli örnekler tek bir testte birleştirilerek önemli reaktif tasarrufu sağlanır. Birkaç çalışma, sonuçlardan ödün vermeden 5-10 örneğin bir araya getirilebileceğini göstermiştir (Ben-Ami 2020, Schmidt 2020). Bununla birlikte, havuzlama o kadar da önemsiz değildir (Mallapaty 2020). Örneklerin havuzlanmasının testin analitik hassasiyetini etkilemediğinden emin olmak için birkaç uyarı vardır ve dikkatli ve titiz araştırma gereklidir (gözden geçirme: Clark 2020). Bazı çalışmalarda yüksek yaygınlık dönemlerinde ve ülkelerde tanının gerekirse PCR tespiti yapılmadan yapılıp yapılamayacağı araştırılmıştır. Singapur’dan yapılan büyük bir retrospektif vaka kontrol çalışması, maruz kalma risk faktörlerini, demografik değişkenleri, klinik bulguları ve klinik test sonuçlarını kullanarak SARS-CoV-2 enfeksiyonu için öngörücüleri değerlendirmiştir (Sun 2020). Maruz kalma risk faktörlerinin ve/veya radyolojik pnömoni kanıtının yokluğunda bile, klinik bulgular ve testler yüksek COVID-19 riski taşıyan kişileri belirleyebilir. Düşük lökositler, düşük lenfositler, daha yüksek vücut sıcaklığı, daha yüksek solunum hızı, gastrointestinal semptomlar ve azalmış balgam üretimi, pozitif bir SARS-CoV-2 testi ile güçlü bir şekilde ilişkiliydi. Bununla birlikte, bu ön tahmin modelleri yerel epidemiyolojik bağlama ve küresel salgının aşamasına duyarlıdır. Sadece yüksek insidans zamanlarında mantıklıdırlar. Başka bir deyişle: Bir salgının zirvesinde ateş, öksürük, nefes darlığı ve lenfopeni ile kendini gösteren bir hasta görürsem, bu hastanın COVID-19’dan muzdarip olduğundan neredeyse emin olabilirim. İnsidansın daha düşük olduğu aşamalarda bu modeller bir anlam ifade etmiyor. Hiç şüphe yok ki nükleik asit testi enfeksiyonun doğrulanması için altın standart yöntemdir. PCR mevcut olduğunda, PCR gerçekleştirilmelidir.

Seroloji (antikor testi)

Enfekte bir kişinin ürettiği antikorları arayarak geçmiş viral enfeksiyonların tespiti, COVID-19 pandemisine karşı mücadelede en önemli hedefler arasında olacaktır. Antikor testi çok amaçlıdır: Bu serolojik testler, seroprevalans, önceki maruziyet ve terapötik olarak nekahet serumu üretimi için yüksek derecede reaktif insan donörlerini belirlemek için kritik öneme sahiptir. Zaten bağışık olanların belirlenmesi için sağlık çalışanlarının temas takibini ve taramasını destekleyeceklerdir. Gerçekten kaç kişi enfekte oldu, virüs PCR tanısından kaç kişiden kaçtı ve hangi nedenlerle, kaç hasta asemptomatiktir ve tanımlanmış bir popülasyondaki gerçek ölüm oranı nedir? Yalnızca kapsamlı seroloji testleri (ve iyi planlanmış epidemiyolojik çalışmalar) ile bu soruları yanıtlayabilir ve mevcut hesaplamalarda her yerde bulunan açıklanmayan sayıyı azaltabiliriz. Dünya çapında çok çeşitli yerlerde çeşitli araştırmalar halihazırda devam etmektedir. Son haftalarda, seroloji testinin COVID-19 için tamamlayıcı bir tanı aracı olarak da yardımcı olabileceği ortaya çıktı. Spesifik IgM ve IgG antikorlarının serokonversiyonu, semptom başlangıcından 4. gün sonra gözlendi. Hastalığın orta ve sonraki aşamalarında antikorlar tespit edilebilir (Guo L 2020, Xiao DAT 2020). Çok şüpheli bir COVID-19’u olan bir kişi PCR testi ile negatif kalırsa ve semptomlar en az birkaç gün devam ederse, antikorlar yardımcı olabilir ve tanısal duyarlılığı artırabilir. Bununla birlikte, antikor testi önemsiz değildir. SARS-CoV-2 alt tiplerinin moleküler heterojenliği, mevcut testlerin kusurlu performansı ve mevsimsel CoV’lerle çapraz reaktivite dikkate alınmalıdır (incelemeler: Cheng 2020, Krammer 2020). 15.976 örnekle 57 yayında Cochrane analizine göre, antikor testlerinin duyarlılığı, semptom başlangıcından itibaren ilk hafta COVID-19 tanısında birincil role sahip olmak için çok düşüktür. Bununla birlikte, bu testler, RT-PCR testleri negatif olduğunda veya yapılmadığında, daha sonra başvuran kişilerde diğer testleri tamamlayıcı bir role sahip olabilir (Deeks 2020). Antikor testleri, semptomların başlangıcından 15 gün veya daha fazla süre sonra kullanılırsa, önceki SARS-CoV-2 enfeksiyonunu tespit etmede yararlı bir role sahip olabilir. Semptom başlangıcından sonraki 35 günü aşan veriler azdır. Yazarlara göre, COVID-19 testlerinin doğruluğuna ilişkin çalışmalar önemli ölçüde iyileştirme gerektiriyor. Çalışmalar, hassasiyetle ilgili verileri semptomların başlangıcından itibaren zamana göre ayrıştırılmış olarak rapor etmelidir. Antikor testinin tuzaklarına ve risk ile belirsizliğin nasıl iletişim kurulacağına dair pratik bir genel bakış Watson 2020 tarafından verilmiştir.

Testler

FDA onaylı antikor testlerinin ortalama duyarlılığı ve özgüllüğü sırasıyla % 84.9 ve % 98.6’dır. COVID-19’un farklı bölümlerde değişken yaygınlığı (% 1-% 15) göz önüne alındığında, istatistiksel olarak pozitif tahmin değeri, düşük yaygınlığa sahip bölgelerde % 30 ila % 50 kadar düşük olacaktır (Mathur 2020). Duyarlılık ve özgüllük üzerine 40 çalışmanın sistematik bir incelemesi yakın zamanda yayınlandı (Bastos 2020); serolojik test yöntemi (enzime bağlı immünosorbent testleri – ELISA’lar), yanal akış immünoanalizleri (LFIA’lar) veya kemilüminesan immünolojik testler – CLIA’lar). IgG veya IgM’yi ölçen ELISA’ların havuzlanmış duyarlılığı % 84,3 (% 95 güven aralığı % 75,6 ila % 90,9), LFIA’ların % 66,0 (% 49,3 ila % 79,3) ve CLIA’ların % 97,8 (% 46,2 ila % 100) oldu. Yazarlara göre, COVID-19 için serolojik testlerin tanısal doğruluğunu değerlendiren daha yüksek kaliteli klinik çalışmalara acilen ihtiyaç vardır. Enzime bağlı immünosorbent tahlilleri (ELISA’lar), yanal akış tahlilleri veya Western blot esaslı tahliller gibi bağlanma tahlilleri dahil olmak üzere farklı platformlara güzel bir genel bakış Krammer 2020 tarafından verilmiştir. Ek olarak, virüs nötralizasyonu, enzim inhibisyonu veya bakterisidal deneyleri test eden fonksiyonel deneyler, antikor aracılı bağışıklık tepkileri hakkında bilgi verebilir. Antikor testi ile ilgili birçok uyarı ve açık soru da tartışılmaktadır. Antikor testi genellikle antijenlere (proteinler) odaklanır. SARS-CoV-2 durumunda, rekombinant nükleokapsid proteini ve başak proteinine dayanan farklı ELISA kitleri kullanılır (Loeffelholz 2020). SARS-CoV-2 başak proteini en iyi hedef gibi görünüyor. Bununla birlikte, başak proteinin hangi kısmının kullanılacağı daha az açıktır ve başak proteininin benzersizliği konusunda çok şey vardır. Ne kadar benzersiz olursa, diğer koronavirüslerle çapraz reaksiyon olasılığı da o kadar düşük olur – diğer koronavirüslere karşı bağışıklıktan kaynaklanan yanlış pozitifler. Diğer koronavirüslere karşı çapraz reaktivite zor olabilir. Yanlış pozitif testleri azaltmak için doğrulama testleri (genellikle nötralizasyon testleri) kullanılabilir. Ancak, nötralize edici antikorların tespiti ve kantifikasyonu nispeten düşük verimlidir ve Biyogüvenlik Seviye 3 donanımlı araştırma laboratuvarlarıyla sınırlıdır. Canlı patojen ve bir biyogüvenlik düzeyi 3 laboratuvarı gerektiren nötralizasyon testlerinden kaçınmak için, birkaç çalışma, ACE2 reseptör proteini ile reseptör bağlanma alanı arasındaki etkileşimin antikor aracılı bloke edilmesine dayalı testler önermiştir. Testler % 99,93 özgüllük ve % 95-100 duyarlılığa ulaştı (Tan 2020). % 99 ve üzerindeki çok yüksek özgüllükle bile, özellikle düşük prevalanslı bölgelerde, antikor testinin bilgilendirici değeri sınırlıdır ve yüksek oranda yanlış pozitif testler varsayılabilir. Bir örnek: % 99 özgüllükle, 100 testten birinin pozitif olması beklenir. Yüksek yaygınlık ortamında, bu daha az önemlidir. Bununla birlikte, bir kişi düşük yaygınlık ortamında test edilirse, pozitif bir testin gerçekten pozitif olma olasılığı (pozitif tahmin değeri, yani gerçekten pozitif testlerin sayısının tüm pozitif testlerin sayısına bölünmesi) düşüktür. % 1’lik belirli bir yaygınlığa sahip bir popülasyonda, tahmin değeri yalnızca% 50 olacaktır! İyi tanımlanmış ancak seçilmemiş bir nüfus olan İzlanda’dan gelen mevcut tahminler, Mart 2020’de nispeten sabit bir oran olarak yaklaşık% 0,8’i gösteriyor (Gudbjartsson 2020). Görünüşe göre daha ciddi şekilde etkilenen ülkelerde bile, enfeksiyon oranları yalnızca biraz daha yüksektir. Bu popülasyonlarda genel antikor taraması bu nedenle oldukça yüksek oranda yanlış pozitif testler üretecektir. Düşük ön test olasılığına sahip kişilerde anti-SARS-CoV-2 bağışıklık durumunu değerlendirirken, alternatif seroloji testleri veya fonksiyonel testlerle tek ölçümlerden elde edilen pozitif sonuçları doğrulamak daha iyi olabilir (Behrens 2020).

Farklı immünolojik testlerin kafa kafaya değerlendirilmesiyle ilgili bazı önemli çalışmalar;

  • Abbott, EUROIMMUN ve Elecsys (Roche): Ab-bott testi semptom başlangıcından 14 gün sonra en az yanlış negatif sonucu ve en az yanlış pozitif sonucu gösterdi. Roche testi semptomların başlangıcından sonra daha erken pozitif sonuçlar tespit ederken, testlerin hiçbiri semptom başlangıcından akut enfeksiyon teşhisine kadar 14. günden önce yeterince yüksek klinik hassasiyet göstermedi (Tang 2020).
  • Abbott, LIAISON (DiaSorin), Elecsys (Roche), Siemens, ayrıca 976 (!) Pandemik öncesi kan numunelerinde ve SARS-CoV ile 536 (!) kan numunesinde yeni bir kurum içi 384 kuyulu (Oxford) ELISA -2 enfeksiyon ve tüm testler yüksek bir duyarlılığa (% 92.7-99.1) ve özgüllüğe (% 98.7-99.9) sahipti. Değerlendirilen en hassas test kurum içi ELISA idi. Siemens testi ve Oxford immunoassay, daha fazla optimizasyon olmaksızın % 98 hassasiyet/özgüllük elde etti. Bununla birlikte, analiz edilen az sayıdaki pauci-semptomatik ve asemptomatik vaka bir sınırlamadır (NAEG 2020).
  • Abbott, Epitope Diagnostics, EUROIMMUN ve Ortho Clinical Diagnostics: Dört immünolojik testin tümü, COVID-19 hastanede yatan hastalarda duyarlılık açısından benzer şekilde ve Epitop testi dışında, enfeksiyonun daha hafif formlarına sahip kişilerde de benzer şekilde gerçekleştirildi (Theel 2020). Abbott ve Ortho Klinik immünolojik testleri,% 99’un üzerinde en yüksek genel özgüllüğü sağladı.

Klinik Uygulamaların Göstergeleri

Ancak klinik araştırmalar dışında kimler şimdi test edilmelidir? Test, daha önce kanıtlanmış bir COVID-19 hastalığı olan hastalar için aslında bir anlam ifade etmiyor. Bununla birlikte, örneğin bir testi doğrulamak istiyorsanız, yine de yapılabilir. Sağlık bakımı ile uğraşanlara veya yüksek bulaşma riski olan diğer mesleklerde çalışanlara ek olarak, bu tür testler, olası temaslı kişileri geriye dönük olarak belirlemek için de yararlı olabilir. Bununla birlikte, antikorları yalnızca test sonucunun sonuçları olabileceği durumlarda ölçüyoruz. Hastalar, özellikle önceden herhangi bir hastalık kanıtı olmayan veya COVID-19’a maruz kalma kanıtı olmayanlarda, düşük pozitif tahmin değeri hakkında bilgilendirilmelidir. Bu hastalarda antikor testi önerilmez. Epidemiyolojik sıcak noktaların dışında, Almanya gibi düşük yaygınlıklı ülkelerde, neredeyse herkes hala seronegatiftir. Pozitifse tahmin değeri çok düşüktür.

Antikorların kinetiği

Koronavirüslere serolojik tepkiler sadece geçicidir. Koronavirüslere karşı antikor aracılı bağışıklığın mükemmel bir sistematik incelemesi (kinetikler, koruma ilişkileri ve ciddiyetle ilişki) yakın zamanda yayınlandı (Huang AT 2020). Diğer insanlara karşı antikorlar, mevsimsel koronavirüsler birkaç ay sonra bile kaybolabilir. Ön veriler, SARS-CoV-2’ye karşı antikor profilinin SARS-CoV’ye (Xiao DAT 2020) benzer olduğunu göstermektedir. SARS-CoV için, hastalığın ilk 7 günü içinde antikorlar tespit edilmedi, ancak IgG titresi 15. günde dramatik bir şekilde arttı, 60. günde bir zirveye ulaştı ve yavaş yavaş azaldığı zamandan 720’den 180. güne kadar yüksek kaldı. IgM, 15. günde tespit edildi ve hızla bir zirveye ulaştı, ardından 180. günde saptanamayana kadar kademeli olarak azaldı (Mo 2006). Diğer virüslerde olduğu gibi, IgM antikorları, daha spesifik olan IgG antikorlarından biraz daha erken ortaya çıkar. IgA antikorları nispeten duyarlıdır ancak daha az spesifiktir (Okba 2020). SARS-CoV-2’ye karşı ev sahibinin humoral tepkisi üzerine yapılan ilk büyük çalışma, bu testlerin subklinik vakalar da dahil olmak üzere COVID-19 teşhisine yardımcı olabileceğini göstermiştir (Guo 2020). Bu çalışmada, rekombinant viral nükleokapsid proteini üzerinde ELISA tabanlı bir test kullanılarak IgA, IgM ve IgG yanıtı, 82 doğrulanmış ve 58 olası vakanın (Guo 2020) 208 plazma örneğinde analiz edilmiştir. IgM ve IgA antikor tespitinin medyan süresi 5 gün (IQR 3-6) iken, IgG semptom başlangıcından sonra 14. günde (IQR 10-18), sırasıyla % 85, % 93 ve % 78 pozitif oranlarla tespit edildi. IgM ELISA ile tespit etkinliği, semptomların başlamasından 5.5 gün sonra PCR’ninkinden daha yüksekti. 173 hasta üzerinde yapılan başka bir çalışmada, IgM ve IgG için serokonversiyon oranları (medyan süre) sırasıyla % 83 (12 gün) ve % 65 (14 gün) idi. Daha yüksek bir antikor titresi bağımsız olarak şiddetli hastalıkla ilişkilendirildi (Zhao 2020). Bununla birlikte, diğer çalışmalarda, antikor seviyesi klinik sonuçlarla açık bir şekilde ilişkilendirilmemiştir (Ren 2020). Bazı hastalarda IgG, IgM’den bile daha hızlı oluşur. IgM ve IgG antikorlarının serokonversiyon kalıpları üzerine yapılan bir çalışmada, IgG antikorunun serokonversiyon süresi IgM’den daha önceydi. IgG antikoru en yüksek konsantrasyona 30. günde ulaştı, IgM antikoru ise 18. günde zirve yaptı, ancak daha sonra düşmeye başladı (Qu J 2020). 285 hastada (çoğunlukla şiddetli olmayan COVID-19) akut antikor tepkileri üzerine bildirilen bugüne kadarki en büyük çalışma. Semptom başlangıcından sonraki 19 gün içinde, hastaların % 100’ü antiviral IgG için pozitif test etti. IgG ve IgM için serokonversiyon aynı anda veya sırayla meydana geldi. Hem IgG hem de IgM titreleri, serokonversiyondan sonraki 6 gün içinde plato haline geldi. Hem IgG hem de IgM için serokonversiyonun medyan günü semptom başlangıcından 13 gün sonraydı. Plato IgG seviyeleri ile klinik özellikler arasında bir ilişki bulunmadı (Uzun 2020). Bununla birlikte, asemptomatik bireylerin daha az güçlü antikor tepkileri geliştirdiğine dair bazı kanıtlar vardır. Ayrıca antikorlar kandan kaybolur. COVID kartınızın süresi birkaç hafta içinde dolar. Semptomatik hastalarla karşılaştırıldığında, 37 asemptomatik hastanın akut fazda virüse özgü IgG düzeyleri daha düşüktü (Uzun Q 2020). IgG seviyeleri ve nötralize edici antikorlar enfeksiyondan 2-3 ay sonra düşmeye başladı. Dikkat çekici bir şekilde,% 40’ı erken iyileşme fazında IgG için seronegatif hale geldi (semptomatik grubun % 13’ü). Başlangıçta anti-SARS-CoV-2 antikorları tespit edilen 19 sağlık çalışanından sadece 8’inde (% 42) 60 günde seropozitiflik eşiğinin üzerinde kalan antikorlar bulunurken, 11’i (% 58) seronegatif hale geldi (Patel 2020 ). Anti-RBD antikor seviyesinde bir azalma da 15 nekahat plasma donöründe görülmüştür (Perreault 2020). Birlikte ele alındığında, antikor testi yalnızca epidemiyolojik bir araç değildir. Teşhise de yardımcı olabilir. Önümüzdeki aylarda SARS-CoV-2’ye karşı insan antikor yanıtının zaman içinde nasıl geliştiği ve bu yanıt ve titrelerin bağışıklık ile nasıl ilişkili olduğu görülecektir. Bazı hastalarda (örneğin immün yetmezliği olanlarda) antikor yanıtının azalmış olarak kalması da düşünülebilir.

Radyoloji

Bilgisayarlı Göğüs Tomografi

Bilgisayarlı tomografi (BT) hem hastalığın yaygınlığının tanısında hem de değerlendirilmesinde ve takibinde rol oynayabilir. Göğüs BT’si, COVID-19 teşhisi için nispeten yüksek bir hassasiyete sahiptir (Ai 2020, Fang 2020). Bununla birlikte, hastaların yaklaşık yarısı semptom başlangıcından sonraki ilk 1-2 gün boyunca normal BT’ye sahip olabilir (Bernheim 2020). Öte yandan, mevcut pandeminin çok erken dönemlerinde, subklinik hastaların önemli bir kısmının (semptom başlangıcından önce yapılan taramalar) zaten patolojik BT bulgularına sahip olabileceği ortaya çıkmıştır (Chan 2020, Shi 2020). Pnömoni için belirgin patolojik BT bulguları gösteren bu hastaların bazılarında, nazofaringeal sürüntülerde PCR hala negatifti (Xu 2020). Öte yandan, morfolojik olarak görülebilen BT pnömonisi sonradan gelişen hastaların yarısı, semptomların ortaya çıkmasından sonraki ilk 1-2 gün içinde hala normal BT’ye sahip olabilir (Bernheim 2020). Bununla birlikte, göğüs BT’nin değeri abartılmamalıdır. Bazı Çinli araştırmacıların, CT’yi COVID-19 teşhisinin ayrılmaz bir parçası olarak dahil etme önerisi, özellikle Batı ülkelerindeki uzmanlar tarafından sert eleştirilere yol açtı. Çin çalışmaları, önemli hatalar ve eksiklikler göstermiştir. Yüksek çaba göz önünde bulundurulduğunda ve ayrıca personel için enfeksiyon riski nedeniyle, birçok uzman SARS-CoV-2 ile enfekte hastalarda veya bu şüpheli vakalarda genel BT taramasını kesinlikle reddeder (Hope 2020, Raptis 2020). CT’yi COVID-19 teşhisi için teşhis algoritmalarına dahil etme girişimlerinde bulunan İngiliz Radyoloji Derneği’nin tavsiyesine göre, bir PCR negatif olsa veya mevcut olmasa bile CT’nin değeri belirsizliğini koruyor (Nair 2020, Rodrigues 2020). Göğüs BT’si yalnızca komplikasyonlar veya ayırıcı tanılar düşünüldüğünde yapılmalıdır (Raptis 2020). Körleştirilmiş çalışmalarda, Çin ve Amerika Birleşik Devletleri’nden radyologlar, COVID-19 pnömonisini diğer viral pnömonilerden ayırmaya çalıştı. Özgünlük oldukça yüksekti, duyarlılık daha düşüktü (Bai 2020). Yakın tarihli bir metaanaliz, yüksek duyarlılık ancak düşük özgüllük buldu (Kim 2020). BT’nin duyarlılığı hastalık şiddetinin dağılımından, komorbiditesi olan hastaların oranından ve asemptomatik hastaların oranından etkilenmiştir. Prevalansın düşük olduğu bölgelerde, göğüs BT’si düşük pozitif prediktif değere sahipti (% 1.5-30.7).

Patolojik ise, görüntüler genellikle birden fazla bilateral lobda subplevral dağılım ile çoklu yamalı veya buzlu cam opasiteleri (GGO) ile bilateral tutulum gösterir. Lezyonlar, SARS ve MERS (Hosseiny 2020) ile önemli ölçüde örtüşebilir. 4410 (!) Hastayı kapsayan 45 çalışmanın gözden geçirilmesine göre, bilateral ve subplevral dağılımda izole edilmiş (% 50) veya konsolidasyonlarla birlikte (% 44) buzlu cam opasiteleri (GGO’lar) en yaygın göğüs idi. BT bulguları (Ojha 4410) 919 hastadaki görüntüleme bulgularının bir başka sistematik incelemesi, en yaygın özellik olarak çoğunlukla alt loblarda ve daha az sıklıkla sağ orta lobda olmak üzere periferik veya posterior dağılıma sahip bilateral multilobar GGO bulmuştur (Salehi 2020). Bu derlemede, GGO üzerine bindirilmiş konsolidatif opasitelerin atipik başlangıç ​​görüntüleme sunumu, özellikle yaşlı popülasyonda daha az sayıda vakada bulunmuştur. Septal kalınlaşma, bronşektazi, plevral kalınlaşma ve subplevral tutulum, esas olarak hastalığın sonraki aşamalarında daha az yaygındı. Plevral efüzyon, perikardiyal efüzyon, lenfadenopati, kavitasyon, BT halo bulgusu ve pnömotoraks nadirdi (Salehi 2020). BT’de hastalığın evrimi tam olarak anlaşılmamıştır. Bununla birlikte, semptomların başlangıcından daha uzun bir süre sonra, BT bulguları daha sıktır; konsolidasyon, bilateral ve periferik hastalık, daha fazla toplam akciğer tutulumu, lineer opasiteler, “çılgın döşeme” paterni ve “ters halo” işareti (Bernheim 2020 ). Bazı uzmanlar, görüntülemenin dört farklı aşamaya ayrılabileceğini öne sürdü (Li M 2020). Erken aşamada, çok sayıda küçük düzensiz gölgeler ve geçiş reklamı değişiklikleri ortaya çıkar. İlerleyen fazda, lezyonlar artar ve genişler, birden fazla GGO’ya dönüşür ve her iki akciğerde de infiltre konsolidasyon gelişir. Şiddetli fazda masif pulmoner konsolidasyonlar ve “beyaz akciğerler” görülür, ancak plevral efüzyon nadirdir. Disipatif fazda, GGO’lar ve pulmoner konsolidasyonlar tamamen emildi ve lezyonlar fibroza dönüşmeye başladı. COVID-19 pnömonisi olan 90 hastada 366 seri BT taramasını analiz eden uzunlamasına bir çalışmada, akciğer anormalliklerinin kapsamı hızla ilerledi ve hastalık günlerinde 6-11 gün arası görüldü (Wang Y 2020). Bu çalışmada semptom başlangıcından sonra baskın anormallik paterni buzlu cam opasitesiydi (% 45-62). Pnömoni ilerledikçe lezyon alanları genişler ve birkaç gün içinde her iki akciğerde yaygın konsolidasyonlar için gelişir (Guan 2020). Taburcu edilen hastaların çoğunda son BT taramalarında rezidüel hastalık vardı (Wang Y 2020). SARS ve MERS enfeksiyonlarında görüldüğü gibi, fibroz dahil uzun süreli veya kalıcı akciğer hasarını değerlendirmek için daha uzun takipli çalışmalara ihtiyaç vardır. Pulmoner fibrozun, iyileşmeden sonra COVID-19 sağ kalanlarda pulmoner disfonksiyona ve yaşam kalitesinin düşmesine yol açan ana faktör olması beklenmektedir. BT bulgularının klinik şiddet ve ilerleme ile korelasyonu, başlangıç ​​BT’nin tahmin değeri veya hastalık sonucu için zamansal değişiklikler ve COVID-19’un neden olduğu akut akciğer hasarının sekelleri hakkında daha fazla araştırmaya ihtiyaç vardır (Lee 2020). Dikkat çekici bir şekilde, tüm COVID-19 hastalarında, özellikle eve gönderilecek kadar iyi olanlarda veya sadece kısa semptomatik süreleri olanlarda (<2 gün) göğüs BT önerilmemektedir. COVID-19 durumunda, enfeksiyonlu veya enfeksiyon şüphesi olan çok sayıda hasta hastaneye akın eder. Sonuç olarak, radyoloji bölümünün muayene iş yükü keskin bir şekilde artmaktadır. SARS-CoV-2’nin bulaşma yolu solunum damlacıkları ve yakın temas iletimi yoluyla olduğu için, gereksiz CT taramasından kaçınılmalıdır. Radyoloji bölümünde COVID-19 salgınının önlenmesi ve kontrolüne genel bir bakış An ve ark tarafından bahsedilmiştir.

Ultrason, PET ve diğer teknikler

Bazı uzmanlar, akciğer ultrasonunun (LUS) aynı doktor tarafından yatak başında klinik muayene ve akciğer görüntülemesinin eşzamanlı olarak yürütülmesine izin verebileceği için yararlı olabileceğini öne sürmüşlerdir (Buonsenso 2020, Soldati 2020). LUS’un potansiyel avantajları arasında taşınabilirlik, yatak başı değerlendirme, güvenlik ve takip sırasında muayenenin tekrarlanma olasılığı bulunmaktadır. Özellikle İtalya’dan bir yatak başı aracı olarak akciğer ultrasonu ile ilgili deneyim, akciğer tutulumunun değerlendirilmesini iyileştirmiştir ve ayrıca göğüs röntgeni ve BT kullanımını azaltabilir. Bölgeye ve ultrason modeline göre bir puanlama sistemi kullanılır (Vetrugno 2020). Bununla birlikte, COVID-19’da LUS’un tanısal ve prognostik rolü belirsizdir. Karmaşık vakaların ayırıcı tanısında 18F-FDG PET/CT görüntüleme gibi diğer görüntüleme tekniklerinin herhangi bir potansiyel klinik faydası olup olmadığı belirsizliğini korumaktadır (Deng 2020, Qin 2020). Nörolojik semptomları olan hastalarda beyin MRG sıklıkla yapılır. 27 hastada en yaygın görüntüleme bulgusu, kortikal difüzyon kısıtlaması veya leptomeningeal kontrastlanma ile birlikte FLAIR görüntülerinde (% 37) kortikal sinyal anormallikleriydi (Kandemirli 2020). Bununla birlikte, komorbiditeler, çoklu ilaç rejimleriyle uzun YBÜ’de kalma, hipoksi epizotları ile solunum sıkıntısı dahil karmaşık klinik seyir, karıştırıcı faktörler olarak hareket edebilir ve COVID-19 enfeksiyonu ile MRI bulguları arasında açık bir neden-sonuç ilişkisinin kurulması zor olacaktır.

Kaynaklar

Ai T, Yang Z, Hou H, et al. Correlation of Chest CT and RT-PCR Testing in Coronavirus Disease 2019 (COVID-19) in China: A Report of 1014 Cases. Radiology. 2020 Feb 26:200642. PubMed: https://pubmed.gov/32101510. Full-text: https://doi.org/10.1148/radiol.2020200642

An P, Ye Y, Chen M, Chen Y, Fan W, Wang Y. Management strategy of novel coronavirus (COVID-19) pneumonia in the radiology department: a Chinese experience. Diagn Interv Radiol. 2020 Mar 25. PubMed: https://pubmed.gov/32209526. Full-text: https://doi.org/10.5152/dir.2020.20167

Atkinson B, Petersen E. SARS-CoV-2 shedding and infectivity. Lancet. 2020 Apr 15. pii: S0140-6736(20)30868-0. PubMed: https://pubmed.gov/32304647. Full-text: https://doi.org/10.1016/S0140-6736(20)30868-0

Atum M, Boz AAE, Çakır B, et al. Evaluation of Conjunctival Swab PCR Results in Patients with SARS-CoV-2 Infection. Ocul Immunol Inflamm. 2020 Jul 3;28(5):745-748. PubMed: https://pubmed.gov/32569495. Full-text: https://doi.org/10.1080/09273948.2020.1775261

Bai HX, Hsieh B, Xiong Z, et al. Performance of Radiologists in Differentiating COVID-19 from Non-COVID-19 Viral Pneumonia at Chest CT. Radiology. 2020 Aug;296(2):E46-E54. PubMed: https://pubmed.gov/32155105. Full-text: https://doi.org/10.1148/radiol.2020200823

Bai Y, Yao L, Wei T, et al. Presumed Asymptomatic Carrier Transmission of COVID-19. JAMA. 2020 Feb 21. PubMed: https://pubmed.gov/32083643. Full-text: https://doi.org/10.1001/jama.2020.2565

Basu A, Zinger T, Inglima K, et al. Performance of Abbott ID NOW COVID-19 rapid nucleic acid amplification test in nasopharyngeal swabs transported in viral media and dry nasal swabs, in a New York City academic institution. J Clin Microbiol. 2020 May 29. PubMed: https://pubmed.gov/32471894 . Full-text: https://doi.org/10.1128/JCM.01136-20

Behrens GMN, Cossmann A, Stankov MV, et al. Strategic Anti-SARS-CoV-2 Serology Testing in a Low Prevalence Setting: The COVID-19 Contact (CoCo) Study in Healthcare Professionals. Infect Dis Ther. 2020 Dec;9(4):837-849. PubMed: https://pubmed.gov/32886335. Full-text: https://doi.org/10.1007/s40121-020-00334-1

Ben-Ami R, Klochendler A, Seidel M, et al. Large-scale implementation of pooled RNA extraction and RT-PCR for SARS-CoV-2 detection. Clin Microbiol Infect. 2020 Jun 22:S1198-743X(20)30349-9. PubMed: https://pubmed.gov/32585353 . Full-text: https://doi.org/10.1016/j.cmi.2020.06.009

Bernheim A, Mei X, Huang M, et al. Chest CT Findings in Coronavirus Disease-19 (COVID-19): Relationship to Duration of Infection. Radiology. 2020 Jun;295(3):200463. PubMed: https://pubmed.gov/32077789. Full-text: https://doi.org/10.1148/radiol.2020200463

Bullard J, Dust K, Funk D, et al. Predicting infectious SARS-CoV-2 from diagnostic samples. Clin Infect Dis. 2020 May 22:ciaa638. PubMed: https://pubmed.gov/32442256. Full-text: https://doi.org/10.1093/cid/ciaa638

Buonsenso D, Pata D, Chiaretti A. COVID-19 outbreak: less stethoscope, more ultrasound. Lancet Respir Med. 2020 Mar 20. PubMed: https://pubmed.gov/32203708. Full-text: https://doi.org/10.1016/S2213-2600(20)30120-X

Cereda D, Tirani M, Rovida F, et al. The early phase of the COVID-19 outbreak in Lombardy, Italy. https://arxiv.org/ftp/arxiv/papers/2003/2003.09320.pdf. Accessed 27 March 2020.

Chambers C, Krogstad P, Bertrand K, et al. Evaluation for SARS-CoV-2 in Breast Milk From 18 Infected Women. JAMA. 2020 Oct 6;324(13):1347-1348. PubMed: https://pubmed.gov/32822495. Full-text: https://doi.org/10.1001/jama.2020.15580

Chan JF, Yip CC, To KK, et al. Improved molecular diagnosis of COVID-19 by the novel, highly sensitive and specific COVID-19-RdRp/Hel real-time reverse transcription-polymerase chain reaction assay validated in vitro and with clinical specimens. J Clin Microbiol. 2020 Mar 4. PubMed: https://pubmed.gov/32132196. Full-text: https://doi.org/10.1128/JCM.00310-20

Chan JF, Yuan S, Kok KH, et al. A familial cluster of pneumonia associated with the 2019 novel coronavirus indicating person-to-person transmission: a study of a family cluster. Lancet. 2020 Feb 15;395(10223):514-523. PubMed: https://pubmed.gov/31986261. Full-text: https://doi.org/10.1016/S0140-6736(20)30154-9

Chang L, Zhao L, Gong H, Wang L, Wang L. Severe Acute Respiratory Syndrome Coronavirus 2 RNA Detected in Blood Donations. Emerg Infect Dis. 2020 Apr 3;26(7). PubMed: https://pubmed.gov/32243255. Full-text: https://doi.org/10.3201/eid2607.200839

Chen C, Gao G, Xu Y, et al. SARS-CoV-2-Positive Sputum and Feces After Conversion of Pharyngeal Samples in Patients With COVID-19. Ann Intern Med. 2020 Jun 16;172(12):832-834. PubMed: https://pubmed.gov/32227141. Full-text: https://doi.org/10.7326/M20-0991

Cheng MP, Yansouni CP, Basta NE, et al. Serodiagnostics for Severe Acute Respiratory Syndrome-Related Coronavirus 2 : A Narrative Review. Ann Intern Med. 2020 Sep 15;173(6):450-460. PubMed: https://pubmed.gov/32496919. Full-text: https://doi.org/10.7326/M20-2854

Clark AE, Lee FM. Severe Acute Respiratory Syndrome Coronavirus 2 (SARS-CoV-2) Screening With Specimen Pools: Time to Swim, or Too Deep for Comfort? Clin Infect Dis. 2020 Sep 28:ciaa1145. PubMed: https://pubmed.gov/32986122. Full-text: https://doi.org/10.1093/cid/ciaa1145

Collier DA, Assennato SM, Warne B, et al. Point of Care Nucleic Acid Testing for SARS-CoV-2 in Hospitalized Patients: A Clinical Validation Trial and Implementation Study. Cell Rep Med. 2020 Aug 25;1(5):100062. PubMed: https://pubmed.gov/32838340. Full-text: https://doi.org/10.1016/j.xcrm.2020.100062

Corman VM, Landt O, Kaiser M, et al. Detection of 2019 novel coronavirus (2019-nCoV) by real-time RT-PCR. Euro Surveill. 2020 Jan;25(3). PubMed: https://pubmed.gov/31992387 . Full-text: https://doi.org/10.2807/1560-7917.ES.2020.25.3.2000045

Deeks JJ, Dinnes J, Takwoingi Y, et al. Antibody tests for identification of current and past infection with SARS-CoV-2. Cochrane Database Syst Rev. 2020 Jun 25;6:CD013652. PubMed: https://pubmed.gov/32584464. Full-text: https://doi.org/10.1002/14651858.CD013652.

Deng Y, Lei L, Chen Y, Zhang W. The potential added value of FDG PET/CT for COVID-19 pneumonia. Eur J Nucl Med Mol Imaging. 2020 Mar 21. PubMed: https://pubmed.gov/32198615. Full-text: https://doi.org/10.1007/s00259-020-04767-1

Ding X, Yin K, Li Z, et al. Ultrasensitive and visual detection of SARS-CoV-2 using all-in-one dual CRISPR-Cas12a assay. Nat Commun. 2020 Sep 18;11(1):4711. PubMed: https://pubmed.gov/32948757. Full-text: https://doi.org/10.1038/s41467-020-18575-6

Dong Y, Chi X, Hai H, et al. Antibodies in the breast milk of a maternal woman with COVID-19. Emerg Microbes Infect. 2020 Dec;9(1):1467-1469. PubMed: https://pubmed.gov/32552365. Full-text: https://doi.org/10.1080/22221751.2020.1780952.

Fang Y, Zhang H, Xie J, et al. Sensitivity of Chest CT for COVID-19: Comparison to RT-PCR. Radiology. 2020 Feb 19:200432. PubMed: https://pubmed.gov/32073353. Full-text: https://doi.org/10.1148/radiol.2020200432

Fung B, Gopez A, Servellita V, et al. Direct Comparison of SARS-CoV-2 Analytical Limits of Detection across Seven Molecular Assays. J Clin Microbiol. 2020 Jul 10:JCM.01535-20. PubMed: https://pubmed.gov/32651238 . Full-text: https://jcm.asm.org/content/early/2020/07/09/JCM.01535-20

Gibani MM, Toumazou C, Sohbati M, et al. Assessing a novel, lab-free, point-of-care test for SARS-CoV-2 (CovidNudge): a diagnostic accuracy study. Lancet Microbe. 2020 Nov;1(7):e300-e307. PubMed: https://pubmed.gov/32964211. Full-text: https://doi.org/10.1016/S2666-5247(20)30121-X

Groß R, Conzelmann C, Müller JA, et al. Detection of SARS-CoV-2 in human breastmilk. Lancet. 2020 Jun 6;395(10239):1757-1758. PubMed: https://pubmed.gov/32446324. Full-text: https://doi.org/10.1016/S0140-6736(20)31181-8

Guan W, Liu J, Yu C. CT Findings of Coronavirus Disease (COVID-19) Severe Pneumonia. AJR Am J Roentgenol. 2020 Mar 24:W1-W2. PubMed: https://pubmed.gov/32208010. Full-text: https://doi.org/10.2214/AJR.20.23035

Gudbjartsson DF, Helgason A, Jonsson H, et al. Spread of SARS-CoV-2 in the Icelandic Population. N Engl J Med. 2020 Apr 14. PubMed: https://pubmed.gov/32289214 . Full-text: https://doi.org/10.1056/NEJMoa2006100

Guglielmi G. Fast coronavirus tests: what they can and can’t do. Nature. 2020 Sep;585(7826):496-498. PubMed: https://pubmed.gov/32939084. Full-text: https://doi.org/10.1038/d41586-020-02661-2

Guo WL, Jiang Q, Ye F, et al. Effect of throat washings on detection of 2019 novel coronavirus. Clin Infect Dis. 2020 Apr 9. pii: 5818370. PubMed: https://pubmed.gov/32271374 . Full-text: https://doi.org/10.1093/cid/ciaa416

Gupta S, Parker J, Smits S, Underwood J, Dolwani S. Persistent viral shedding of SARS-CoV-2 in faeces – a rapid review. Colorectal Dis. 2020 May 17. PubMed: https://pubmed.gov/32418307. Full-text: https://doi.org/10.1111/codi.15138

Hagman K, Hedenstierna M, Gille-Johnson P, et al. SARS-CoV-2 RNA in serum as predictor of severe outcome in COVID-19: a retrospective cohort study. Clin Infect Dis. 2020 Aug 28:ciaa1285. PubMed: https://pubmed.gov/32856036. Full-text: https://doi.org/10.1093/cid/ciaa1285

Han MS, Byun JH, Cho Y, Rim JH. RT-PCR for SARS-CoV-2: quantitative versus qualitative. Lancet Infect Dis. 2020 May 20:S1473-3099(20)30424-2. PubMed: https://pubmed.gov/32445709. Full-text: https://doi.org/10.1016/S1473-3099(20)30424-2

Hao W. Clinical Features of Atypical 2019 Novel Coronavirus Pneumonia with an initially Negative RT-PCR Assay. J Infect. 2020 Feb 21. PubMed: https://pubmed.gov/32092387. Full-text: https://doi.org/10.1016/j.jinf.2020.02.008

Hatfield KM, Reddy SC, Forsberg K, et al. Facility-Wide Testing for SARS-CoV-2 in Nursing Homes – Seven U.S. Jurisdictions, March-June 2020. MMWR Morb Mortal Wkly Rep. 2020 Aug 11;69(32):1095-1099. PubMed: https://pubmed.gov/32790655 . Full-text: https://doi.org/10.15585/mmwr.mm6932e5

He X, Lau EHY, Wu P, et al. Temporal dynamics in viral shedding and transmissibility of COVID-19. Nat Med. 2020 Apr 15. pii: 10.1038/s41591-020-0869-5. PubMed: https://pubmed.gov/32296168 . Full-text: https://doi.org/10.1038/s41591-020-0869-5

Hope MD, Raptis CA, Henry TS. Chest Computed Tomography for Detection of Coronavirus Disease 2019 (COVID-19): Don´t Rush the Science. Ann Intern Med. 2020 Apr 8. pii: 2764546. PubMed: https://pubmed.gov/32267912 . Full-text: https://doi.org/10.7326/M20-1382

Hosseiny M, Kooraki S, Gholamrezanezhad A, Reddy S, Myers L. Radiology Perspective of Coronavirus Disease 2019 (COVID-19): Lessons From Severe Acute Respiratory Syndrome and Middle East Respiratory Syndrome. AJR Am J Roentgenol. 2020 Feb 28:1-5. PubMed: https://pubmed.gov/32108495. Full-text: https://doi.org/10.2214/AJR.20.22969

Huang AT, Garcia-Carreras B, Hitchings MDT, et al. A systematic review of antibody mediated immunity to coronaviruses: kinetics, correlates of protection, and association with severity. Nat Commun. 2020 Sep 17;11(1):4704. PubMed: https://pubmed.gov/32943637. Full-text: https://doi.org/10.1038/s41467-020-18450-4

Huang Y, Chen S, Yang Z, et al. SARS-CoV-2 Viral Load in Clinical Samples of Critically Ill Patients. Am J Respir Crit Care Med. 2020 Apr 15. PubMed: https://pubmed.gov/32293905 . Full-text: https://doi.org/10.1164/rccm.202003-0572LE

Joung J, Ladha A, Saito M, et al. Detection of SARS-CoV-2 with SHERLOCK One-Pot Testing. N Engl J Med. 2020 Oct 8;383(15):1492-1494. PubMed: https://pubmed.gov/32937062. Full-text: https://doi.org/10.1056/NEJMc2026172

Kam KQ, Yung CF, Maiwald M, et al. Clinical Utility of Buccal Swabs for Severe Acute Respiratory Syndrome Coronavirus 2 Detection in Coronavirus Disease 2019-Infected Children. J Pediatric Infect Dis Soc. 2020 Jul 13;9(3):370-372. PubMed: https://pubmed.gov/32463086. Full-text: https://doi.org/10.1093/jpids/piaa068

Kandemirli SG, Dogan L, Sarikaya ZT, et al. Brain MRI Findings in Patients in the Intensive Care Unit with COVID-19 Infection. Radiology. 2020 May 8:201697. PubMed: https://pubmed.gov/32384020. Full-text: https://doi.org/10.1148/radiol.2020201697

Kilic T, Weissleder R, Lee H. Molecular and Immunological Diagnostic Tests of COVID-19: Current Status and Challenges. iScience. 2020 Jul 25;23(8):101406. PubMed: https://pubmed.gov/32771976 . Full-text: https://doi.org/10.1016/j.isci.2020.101406

Kim H, Hong H, Yoon SH. Diagnostic Performance of CT and Reverse Transcriptase-Polymerase Chain Reaction for Coronavirus Disease 2019: A Meta-Analysis. Radiology. 2020 Apr 17:201343. PubMed: https://pubmed.gov/32301646. Full-text: https://doi.org/10.1148/radiol.2020201343

Krammer F, Simon V. Serology assays to manage COVID-19. Science. 2020 Jun 5;368(6495):1060-1061. PubMed: https://pubmed.gov/32414781. Full-text: https://doi.org/10.1126/science.abc1227

Kucirka LM, Lauer SA, Laeyendecker O, Boon D, Lessler J. Variation in False-Negative Rate of Reverse Transcriptase Polymerase Chain Reaction-Based SARS-CoV-2 Tests by Time Since Exposure. Ann Intern Med. 2020 Aug 18;173(4):262-267. PubMed: https://pubmed.gov/32422057. Full-text: https://doi.org/10.7326/M20-1495

Kwon SY, Kim EJ, Jung YS, Jang JS, Cho NS. Post-donation COVID-19 identification in blood donors. Vox Sang. 2020 Apr 2. PubMed: https://pubmed.gov/32240537. Full-text: https://doi.org/10.1111/vox.12925

Lai CKC, Chen Z, Lui G, et al. Prospective Study Comparing Deep Throat Saliva With Other Respiratory Tract Specimens in the Diagnosis of Novel Coronavirus Disease 2019. J Infect Dis. 2020 Oct 13;222(10):1612-1619. PubMed: https://pubmed.gov/32738137. Full-text: https://doi.org/10.1093/infdis/jiaa487

Lamb LE, Bartolone SN, Ward E, Chancellor MB. Rapid detection of novel coronavirus/Severe Acute Respiratory Syndrome Coronavirus 2 (SARS-CoV-2) by reverse transcription-loop-mediated isothermal amplification. PLoS One. 2020 Jun 12;15(6):e0234682. PubMed: https://pubmed.gov/32530929 . Full-text: https://doi.org/10.1371/journal.pone.0234682

Lan L, Xu D, Ye G, et al. Positive RT-PCR Test Results in Patients Recovered From COVID-19. JAMA. 2020 Feb 27. PubMed: https://pubmed.gov/32105304. Full-text: https://doi.org/10.1001/jama.2020.2783

Lavezzo E, Franchin E, Ciavarella C, et al. Suppression of a SARS-CoV-2 outbreak in the Italian municipality of Vo’. Nature. 2020 Aug;584(7821):425-429. PubMed: https://pubmed.gov/32604404. Full-text: https://doi.org/10.1038/s41586-020-2488-1

Lee S, Kim T, Lee E, et al. Clinical Course and Molecular Viral Shedding Among Asymptomatic and Symptomatic Patients With SARS-CoV-2 Infection in a Community Treatment Center in the Republic of Korea. JAMA Intern Med. 2020 Aug 6;180(11):1-6. PubMed: https://pubmed.gov/32780793. Full-text: https://doi.org/10.1001/jamainternmed.2020.3862

Lee S, Kim T, Lee E, et al. Clinical Course and Molecular Viral Shedding Among Asymptomatic and Symptomatic Patients With SARS-CoV-2 Infection in a Community Treatment Center in the Republic of Korea. JAMA Intern Med, August 6, 2020. Full-text: https://doi.org/10.1001/jamainternmed.2020.3862

Lepak AJ, Chen DJ, Buys A, Stevens L, Safdar N. Utility of Repeat Nasopharyngeal SARS-CoV-2 RT-PCR Testing and Refinement of Diagnostic Stewardship Strategies at a Tertiary Care Academic Center in a Low-Prevalence Area of the United States. Open Forum Infect Dis. 2020 Aug 27;7(9):ofaa388. PubMed: https://pubmed.gov/32964068. Full-text: https://doi.org/10.1093/ofid/ofaa388. eCollection 2020 Sep

Lesho E, Reno L, Newhart D, et al. Temporal, Spatial, and Epidemiologic Relationships of Severe Acute Respiratory Syndrome Coronavirus 2 (SARS-CoV-2) Gene Cycle Thresholds: A Pragmatic Ambi-directional Observation. Clin Infect Dis. 2020 Aug 25:ciaa1248. PubMed: https://pubmed.gov/33015715. Full-text: https://doi.org/10.1093/cid/ciaa1248

Li M, Lei P, Zeng B, et al. Coronavirus Disease (COVID-19): Spectrum of CT Findings and Temporal Progression of the Disease. Acad Radiol. 2020 Mar 20. pii: S1076-6332(20)30144-6. PubMed: https://pubmed.gov/32204987. Full-text: https://doi.org/10.1016/j.acra.2020.03.003

Li Y, Xia L. Coronavirus Disease 2019 (COVID-19): Role of Chest CT in Diagnosis and Management. AJR Am J Roentgenol. 2020 Mar 4:1-7. PubMed: https://pubmed.gov/32130038. Full-text: https://doi.org/10.2214/AJR.20.22954

Li Y, Yao L, Li J, et al. Stability issues of RT-PCR testing of SARS-CoV-2 for hospitalized patients clinically diagnosed with COVID-19. J Med Virol. 2020 Mar 26. PubMed: https://pubmed.gov/32219885 . Full-text: https://doi.org/10.1002/jmv.25786

Lisboa Bastos M, Tavaziva G, Abidi SK, et al. Diagnostic accuracy of serological tests for covid-19: systematic review and meta-analysis. BMJ. 2020 Jul 1;370:m2516. PubMed: https://pubmed.gov/32611558. Full-text: https://doi.org/10.1136/bmj.m2516

Loeffelholz MJ, Tang YW. Laboratory diagnosis of emerging human coronavirus infections – the state of the art. Emerg Microbes Infect. 2020 Dec;9(1):747-756. PubMed: https://pubmed.gov/32196430. Full-text: https://doi.org/10.1080/22221751.2020.1745095

Long DR, Gombar S, Hogan CA, et al. Occurrence and Timing of Subsequent SARS-CoV-2 RT-PCR Positivity Among Initially Negative Patients. Clin Infect Dis. 2020 Jun 7:ciaa722. PubMed: https://pubmed.gov/32506118. Full-text: https://doi.org/10.1093/cid/ciaa722

Long QX, Liu BZ, Deng HJ, et al. Antibody responses to SARS-CoV-2 in patients with COVID-19. Nat Med. 2020 Jun;26(6):845-848. PubMed: https://pubmed.gov/32350462. Full-text: https://doi.org/10.1038/s41591-020-0897-1

Long QX, Tang XJ, Shi QL, et al. Clinical and immunological assessment of asymptomatic SARS-CoV-2 infections. Nat Med. 2020 Aug;26(8):1200-1204. PubMed: https://pubmed.gov/32555424. Full-text: https://doi.org/10.1038/s41591-020-0965-6

Magleby R, Westblade LF, Trzebucki A, et al. Impact of SARS-CoV-2 Viral Load on Risk of Intubation and Mortality Among Hospitalized Patients with Coronavirus Disease 2019. Clin Infect Dis. 2020 Jun 30:ciaa851. PubMed: https://pubmed.gov/32603425. Full-text: https://doi.org/10.1093/cid/ciaa851

Mak GC, Cheng PK, Lau SS, et al. Evaluation of rapid antigen test for detection of SARS-CoV-2 virus. J Clin Virol. 2020 Jun 8;129:104500. PubMed: https://pubmed.gov/32585619 . Full-text: https://doi.org/10.1016/j.jcv.2020.104500

Mallapaty S. The mathematical strategy that could transform coronavirus testing. Nature. 2020 Jul;583(7817):504-505. PubMed: https://pubmed.gov/32651561. Full-text: https://doi.org/10.1038/d41586-020-02053-6

Marty FM, Chen K, Verrill KA. How to Obtain a Nasopharyngeal Swab Specimen. N Engl J Med. 2020 May 28;382(22):e76. PubMed: https://pubmed.gov/32302471. Full-text: https://doi.org/10.1056/NEJMvcm2010260

Mathur F, Mathur S. Antibody Testing For Covid-19: Can It Be Used As A Screening Tool In Areas With Low Prevalence? American Journal of Clinical Pathology 2020, May 15. Full-text: https://academic.oup.com/ajcp/article/154/1/1/5837473

McCulloch DJ, Kim AE, Wilcox NC, et al. Comparison of Unsupervised Home Self-collected Midnasal Swabs With Clinician-Collected Nasopharyngeal Swabs for Detection of SARS-CoV-2 Infection. JAMA Netw Open. 2020 Jul 1;3(7):e2016382. PubMed: https://pubmed.gov/32697321. Full-text: https://doi.org/10.1001/jamanetworkopen.2020.16382

Mina MJ, Parker R, Larremore DB. Rethinking Covid-19 Test Sensitivity – A Strategy for Containment. N Engl J Med. 2020 Nov 26;383(22):e120. PubMed: https://pubmed.gov/32997903. Full-text: https://doi.org/10.1056/NEJMp2025631

Mo H, Zeng G, Ren X, et al. Longitudinal profile of antibodies against SARS-coronavirus in SARS patients and their clinical significance. Respirology. 2006 Jan;11(1):49-53. PubMed: https://pubmed.gov/16423201. Full-text: https://doi.org/10.1111/j.1440-1843.2006.00783.x

Muenchhoff M, Mairhofer H, Nitschko H, et al. Multicentre comparison of quantitative PCR-based assays to detect SARS-CoV-2, Germany, March 2020. Euro Surveill. 2020 Jun;25(24):2001057. PubMed: https://pubmed.gov/32583765. Full-text: https://doi.org/10.2807/1560-7917.ES.2020.25.24.2001057

Nair A, Rodrigues JCL, Hare S, et al. A British Society of Thoracic Imaging statement: considerations in designing local imaging diagnostic algorithms for the COVID-19 pandemic. Clin Radiol. 2020 May;75(5):329-334. PubMed: https://pubmed.gov/32265036 . Full-text: https://doi.org/10.1016/j.crad.2020.03.008

National SARS-CoV-2 Serology Assay Evaluation Group. Performance characteristics of five immunoassays for SARS-CoV-2: a head-to-head benchmark comparison. Lancet Infect Dis. 2020 Dec;20(12):1390-1400. PubMed: https://pubmed.gov/32979318. Full-text: https://doi.org/10.1016/S1473-3099(20)30634-4

Ojha V, Mani A, Pandey NN, Sharma S, Kumar S. CT in coronavirus disease 2019 (COVID-19): a systematic review of chest CT findings in 4410 adult patients. Eur Radiol. 2020 May 30. PubMed: https://pubmed.gov/32474632. Full-text: https://doi.org/10.1007/s00330-020-06975-7.

Okba NMA, Müller MA, Li W, et al. Severe Acute Respiratory Syndrome Coronavirus 2-Specific Antibody Responses in Coronavirus Disease Patients. Emerg Infect Dis. 2020 Jul;26(7):1478-1488. PubMed: https://pubmed.gov/32267220. Full-text: https://doi.org/10.3201/eid2607.200841

Pan Y, Long L, Zhang D, et al. Potential false-negative nucleic acid testing results for Severe Acute Respiratory Syndrome Coronavirus 2 from thermal inactivation of samples with low viral loads. Clin Chem. 2020 Apr 4. pii: 5815979. PubMed: https://pubmed.gov/32246822 . Full-text: https://doi.org/10.1093/clinchem/hvaa091

Pan Y, Zhang D, Yang P, Poon LLM, Wang Q. Viral load of SARS-CoV-2 in clinical samples. Lancet Infect Dis. 2020 Feb 24. PubMed: https://pubmed.gov/32105638. Full-text: https://doi.org/10.1016/S1473-3099(20)30113-4

Patel MM, Thornburg NJ, Stubblefield WB, et al. Change in Antibodies to SARS-CoV-2 Over 60 Days Among Health Care Personnel in Nashville, Tennessee. JAMA. 2020 Sep 17;324(17):1781-2. PubMed: https://pubmed.gov/32940635. Full-text: https://doi.org/10.1001/jama.2020.18796

Patel MR, Carroll D, Ussery E, et al. Performance of oropharyngeal swab testing compared to nasopharyngeal swab testing for diagnosis of COVID-19 -United States, January-February 2020. Clin Infect Dis. 2020 Jun 16:ciaa759. PubMed: https://pubmed.gov/32548635. Full-text: https://doi.org/10.1093/cid/ciaa759.

Perreault J, Tremblay T, Fournier MJ, et al. Waning of SARS-CoV-2 RBD antibodies in longitudinal convalescent plasma samples within 4 months after symptom onset. Blood. 2020 Nov 26;136(22):2588-2591. PubMed: https://pubmed.gov/33001206. Full-text: https://doi.org/10.1182/blood.2020008367

Pinninti S, Trieu C, Pati SK, et al. Comparing Nasopharyngeal and Mid-Turbinate Nasal Swab Testing for the Identification of SARS-CoV-2. Clin Infect Dis. 2020 Jun 29:ciaa882. PubMed: https://pubmed.gov/32596725. Full-text: https://doi.org/10.1093/cid/ciaa882

Poon KS, Wen-Sim Tee N. Caveats of Reporting Cycles Threshold from SARS-CoV-2 Qualitative PCR Assays: A Molecular Diagnostic Laboratory Perspective. Clin Infect Dis. 2020 Sep 15:ciaa1399. PubMed: https://pubmed.gov/32929464. Full-text: https://doi.org/10.1093/cid/ciaa1399

Procop GW, Brock JE, Reineks EZ, et al. A Comparison of Five SARS-CoV-2 Molecular Assays With Clinical Correlations. Am J Clin Pathol. 2020 Oct 5:aqaa181. PubMed: https://pubmed.gov/33015712. Full-text: https://doi.org/10.1093/ajcp/aqaa181

Procop GW, Shrestha NK, Vogel S, et al. A Direct Comparison of Enhanced Saliva to Nasopharyngeal Swab for the Detection of SARS-CoV-2 in Symptomatic Patients. J Clin Microbiol. 2020 Oct 21;58(11):e01946-20. PubMed: https://pubmed.gov/32883744. Full-text: https://doi.org/10.1128/JCM.01946-20

Pujadas E, Chaudhry F, McBride R, et al. SARS-CoV-2 viral load predicts COVID-19 mortality. Lancet Respir Med. 2020 Sep;8(9):e70. PubMed: https://pubmed.gov/32771081. Full-text: https://doi.org/10.1016/S2213-2600(20)30354-4

Pujadas E, Chaudry F, McBride R, et al. SARS-CoV-2 viral load predicts COVID-19 mortality. Lancet Respir Med August 06, 2020. Full-text: https://doi.org/10.1016/S2213-2600(20)30354-4.

Qin C, Liu F, Yen TC, Lan X. (18)F-FDG PET/CT findings of COVID-19: a series of four highly suspected cases. Eur J Nucl Med Mol Imaging. 2020 Feb 22. PubMed: https://pubmed.gov/32088847. Full-text: https://doi.org/10.1007/s00259-020-04734-w

Qiu L, Liu X, Xiao M, et al. SARS-CoV-2 Is Not Detectable in the Vaginal Fluid of Women With Severe COVID-19 Infection. Clin Infect Dis. 2020 Jul 28;71(15):813-817. PubMed: https://pubmed.gov/32241022. Full-text: https://doi.org/10.1093/cid/ciaa375

Qu J, Wu C, Li X, et al. Profile of Immunoglobulin G and IgM Antibodies Against Severe Acute Respiratory Syndrome Coronavirus 2 (SARS-CoV-2). Clin Infect Dis. 2020 Nov 19;71(16):2255-2258. PubMed: https://pubmed.gov/32337590. Full-text: https://doi.org/10.1093/cid/ciaa489

Raptis CA, Hammer MM, Short RG, et al. Chest CT and Coronavirus Disease (COVID-19): A Critical Review of the Literature to Date. AJR Am J Roentgenol. 2020 Apr 16:1-4. PubMed: https://pubmed.gov/32298149 . Full-text: https://doi.org/10.2214/AJR.20.23202

Ren L, Fan G, Wu W, et al. Antibody Responses and Clinical Outcomes in Adults Hospitalized with Severe COVID-19: A Post hoc Analysis of LOTUS China Trial. Clin Infect Dis. 2020 Aug 25:ciaa1247. PubMed: https://pubmed.gov/32840287. Full-text: https://doi.org/10.1093/cid/ciaa1247.

Rodrigues JCL, Hare SS, Edey A, et al. An update on COVID-19 for the radiologist – A British society of Thoracic Imaging statement. Clin Radiol. 2020 May;75(5):323-325. PubMed: https://pubmed.gov/32216962 . Full-text: https://doi.org/10.1016/j.crad.2020.03.003

Rothe C, Schunk M, Sothmann P, et al. Transmission of 2019-nCoV Infection from an Asymptomatic Contact in Germany. N Engl J Med. 2020 Mar 5;382(10):970-971. PubMed: https://pubmed.gov/32003551. Full-text: https://doi.org/10.1056/NEJMc2001468

Saito M, Adachi E, Yamayoshi S, et al. Gargle lavage as a safe and sensitive alternative to swab samples to diagnose COVID-19: a case report in Japan. Clin Infect Dis. 2020 Apr 2. pii: 5815296. PubMed: https://pubmed.gov/32241023. Full-text: https://doi.org/10.1093/cid/ciaa377

Salehi S, Abedi A, Balakrishnan S, Gholamrezanezhad A. Coronavirus Disease 2019 (COVID-19): A Systematic Review of Imaging Findings in 919 Patients. AJR Am J Roentgenol. 2020 Mar 14:1-7. PubMed: https://pubmed.gov/32174129. Full-text: https://doi.org/10.2214/AJR.20.23034

Salvatore PP, Dawson P, Wadhwa A, et al. Epidemiological Correlates of PCR Cycle Threshold Values in the Detection of SARS-CoV-2. Clin Infect Dis. 2020 Sep 28:ciaa1469. PubMed: https://pubmed.gov/32986120. Full-text: https://doi.org/10.1093/cid/ciaa1469

Schmidt M, Hoehl S, Berger A, et al. Novel multiple swab method enables high efficiency in SARS-CoV-2 screenings without loss of sensitivity for screening of a complete population. Transfusion. 2020 Jul 6. PubMed: https://pubmed.gov/32627200 . Full-text: https://doi.org/10.1111/trf.15973.

Shi H, Han X, Jiang N, et al. Radiological findings from 81 patients with COVID-19 pneumonia in Wuhan, China: a descriptive study. Lancet Infect Dis. 2020 Apr;20(4):425-434. PubMed: https://pubmed.gov/32105637. Full-text: https://doi.org/10.1016/S1473-3099(20)30086-4

Singanayagam A, Patel M, Charlett A, et al. Duration of infectiousness and correlation with RT-PCR cycle threshold values in cases of COVID-19, England, January to May 2020. Euro Surveill. 2020 Aug;25(32):2001483. PubMed: https://pubmed.gov/32794447. Full-text: https://doi.org/10.2807/1560-7917.ES.2020.25.32.2001483

Soldati G, Smargiassi A, Inchingolo R, et al. Is there a role for lung ultrasound during the COVID-19 pandemic? J Ultrasound Med. 2020 Mar 20. PubMed: https://pubmed.gov/32198775. Full-text: https://doi.org/10.1002/jum.15284

Song C, Wang Y, Li W, et al. Absence of 2019 Novel Coronavirus in Semen and Testes of COVID-19 Patients. Biol Reprod. 2020 Apr 16. pii: 5820830. PubMed: https://pubmed.gov/32297920 . Full-text: https://doi.org/10.1093/biolre/ioaa050

Sullivan CB, Schwalje AT, Jensen M, et al. Cerebrospinal Fluid Leak After Nasal Swab Testing for Coronavirus Disease 2019. JAMA Otolaryngol Head Neck Surg. 2020 Oct 1. PubMed: https://pubmed.gov/33022069. Full-text: https://doi.org/10.1001/jamaoto.2020.3579

Sun Y, Koh V, Marimuthu K, et al. Epidemiological and Clinical Predictors of COVID-19. Clin Infect Dis. 2020 Mar 25. pii: 5811426. PubMed: https://pubmed.gov/32211755. Full-text: https://doi.org/10.1093/cid/ciaa322

Tan CW, Chia WN, Qin X, et al. A SARS-CoV-2 surrogate virus neutralization test based on antibody-mediated blockage of ACE2-spike protein-protein interaction. Nat Biotechnol. 2020 Sep;38(9):1073-1078. PubMed: https://pubmed.gov/32704169. Full-text: https://doi.org/10.1038/s41587-020-0631-z

Tang MS, Hock KG, Logsdon NM, et al. Clinical Performance of the Roche SARS-CoV-2 Serologic Assay. Clin Chem. 2020 Aug 1;66(8):1107-1109. PubMed: https://pubmed.gov/32484860. Full-text: https://doi.org/10.1093/clinchem/hvaa132

The National SARS-CoV-2 Serology Assay Evaluation Group. Performance characteristics of five immunoassays for SARS-CoV-2: a head-to-head benchmark comparison. Lancet September 23, 2020.  Full-text: https://doi.org/10.1016/S1473-3099(20)30634-4.

Theel ES, Harring J, Hilgart H, Granger D. Performance Characteristics of Four High-Throughput Immunoassays for Detection of IgG Antibodies against SARS-CoV-2. J Clin Microbiol. 2020 Jun 8:JCM.01243-20. PubMed: https://pubmed.gov/32513859. Full-text:  https://doi.org/10.1128/JCM.01243-20

To KK, Tsang OT, Leung WS, et al. Temporal profiles of viral load in posterior oropharyngeal saliva samples and serum antibody responses during infection by SARS-CoV-2: an observational cohort study. Lancet Infect Dis. 2020 Mar 23. pii: S1473-3099(20)30196-1. PubMed: https://pubmed.gov/32213337. Full-text: https://doi.org/10.1016/S1473-3099(20)30196-1

Tom MR, Mina MJ. To Interpret the SARS-CoV-2 Test, Consider the Cycle Threshold Value. Clin Infect Dis. 2020 May 21:ciaa619. PubMed: https://pubmed.gov/32435816. Full-text: https://doi.org/10.1093/cid/ciaa619

Tu YP, Jennings R, Hart B, et al. Swabs Collected by Patients or Health Care Workers for SARS-CoV-2 Testing. N Engl J Med. 2020 Jun 3. PubMed: https://pubmed.gov/32492294. Full-text: https://doi.org/10.1056/NEJMc2016321.

Vetrugno L, Bove T, Orso D, et al. Our Italian Experience Using Lung Ultrasound for Identification, Grading and Serial Follow-up of Severity of Lung Involvement for Management of Patients with COVID-19. Echocardiography. 2020 Apr 1. PubMed: https://pubmed.gov/32239532. Full-text: https://doi.org/10.1111/echo.14664

Wang W, Xu Y, Gao R, et al. Detection of SARS-CoV-2 in Different Types of Clinical Specimens. JAMA. 2020 Mar 11. pii: 2762997. PubMed: https://pubmed.gov/32159775. Full-text: https://doi.org/10.1001/jama.2020.3786

Wang X, Yao H, Xu X, et al. Limits of Detection of 6 Approved RT-PCR Kits for the Novel SARS-Coronavirus-2 (SARS-CoV-2). Clin Chem. 2020 Jul 1;66(7):977-979. PubMed: https://pubmed.gov/32282874. Full-text: https://doi.org/10.1093/clinchem/hvaa099

Wang Y, Dong C, Hu Y, et al. Temporal Changes of CT Findings in 90 Patients with COVID-19 Pneumonia: A Longitudinal Study. Radiology. 2020 Mar 19:200843. PubMed: https://pubmed.gov/32191587. Full-text: https://doi.org/10.1148/radiol.2020200843

Watson J, Richter A, Deeks J. Testing for SARS-CoV-2 antibodies. BMJ. 2020 Sep 8;370:m3325. PubMed: https://pubmed.gov/32900692. Full-text: https://doi.org/10.1136/bmj.m3325

WHO 20200911. Diagnostic testing for SARS-CoV-2. Interim guidance: 11 September 2020. Full-text: https://www.who.int/publications/i/item/diagnostic-testing-for-sars-cov-2

Wolfel R, Corman VM, Guggemos W, et al. Virological assessment of hospitalized patients with COVID-2019. Nature. 2020 Apr 1. pii: 10.1038/s41586-020-2196-x. PubMed: https://pubmed.gov/32235945. Full-text: https://doi.org/10.1038/s41586-020-2196-x

Woloshin S, Patel N, Kesselheim AS. False Negative Tests for SARS-CoV-2 Infection – Challenges and Implications. N Engl J Med. 2020 Jun 5. PubMed: https://pubmed.gov/32502334 . Full-text: https://doi.org/10.1056/NEJMp2015897

Wong MC, Huang J, Lai C, Ng R, Chan FKL, Chan PKS. Detection of SARS-CoV-2 RNA in fecal specimens of patients with confirmed COVID-19: A meta-analysis. J Infect. 2020 Aug;81(2):e31-e38. PubMed: https://pubmed.gov/32535156. Full-text: https://doi.org/10.1016/j.jinf.2020.06.012

Wu Y, Guo C, Tang L, et al. Prolonged presence of SARS-CoV-2 viral RNA in faecal samples. Lancet Gastroenterol Hepatol. 2020 Mar 19. pii: S2468-1253(20)30083-2. PubMed: https://pubmed.gov/32199469. Full-text: https://doi.org/10.1016/S2468-1253(20)30083-2

Wyllie AL, Fournier J, Casanovas-Massana A, et al. Saliva or Nasopharyngeal Swab Specimens for Detection of SARS-CoV-2. N Engl J Med. 2020 Sep 24;383(13):1283-1286. PubMed: https://pubmed.gov/32857487. Full-text: https://doi.org/10.1056/NEJMc2016359

Xiang F, Wang X, He X, et al. Antibody Detection and Dynamic Characteristics in Patients with COVID-19. Clin Infect Dis. 2020 Apr 19. pii: 5822173. PubMed: https://pubmed.gov/32306047. Full-text: https://doi.org/10.1093/cid/ciaa461

Xiao AT, Tong YX, Zhang S. False-negative of RT-PCR and prolonged nucleic acid conversion in COVID-19: Rather than recurrence. J Med Virol. 2020 Apr 9. PubMed: https://pubmed.gov/32270882 . Full-text: https://doi.org/10.1002/jmv.25855

Xiao DAT, Gao DC, Zhang DS. Profile of Specific Antibodies to SARS-CoV-2: The First Report. J Infect. 2020 Mar 21. pii: S0163-4453(20)30138-9. PubMed: https://pubmed.gov/32209385. Full-text: https://doi.org/10.1016/j.jinf.2020.03.012

Xie X, Zhong Z, Zhao W, Zheng C, Wang F, Liu J. Chest CT for Typical 2019-nCoV Pneumonia: Relationship to Negative RT-PCR Testing. Radiology. 2020 Feb 12:200343. PubMed: https://pubmed.gov/32049601. Full-text: https://doi.org/10.1148/radiol.2020200343

Xu J, Wu R, Huang H, et al. Computed Tomographic Imaging of 3 Patients With Coronavirus Disease 2019 Pneumonia With Negative Virus Real-time Reverse-Transcription Polymerase Chain Reaction Test. Clin Infect Dis. 2020 Mar 31. pii: 5814104. PubMed: https://pubmed.gov/32232429. Full-text: https://doi.org/10.1093/cid/ciaa207

Xu K, Chen Y, Yuan J, et al. Factors associated with prolonged viral RNA shedding in patients with COVID-19. Clin Infect Dis. 2020 Apr 9. pii: 5818308. PubMed: https://pubmed.gov/32271376. Full-text: https://doi.org/10.1093/cid/ciaa351

Yokota I, Shane PY, Okada K, et al. Mass screening of asymptomatic persons for SARS-CoV-2 using saliva. Clin Infect Dis. 2020 Sep 25:ciaa1388. PubMed: https://pubmed.gov/32976596 . Full-text: https://doi.org/10.1093/cid/ciaa1388

Yu F, Yan L, Wang N, et al. Quantitative Detection and Viral Load Analysis of SARS-CoV-2 in Infected Patients. Clin Infect Dis. 2020 Mar 28. PubMed: https://pubmed.gov/32221523. Full-text: https://doi.org/10.1093/cid/ciaa345

Yuan J, Kou S, Liang Y, Zeng J, Pan Y, Liu L. PCR Assays Turned Positive in 25 Discharged COVID-19 Patients. Clin Infect Dis. 2020 Apr 8. pii: 5817588. PubMed: https://pubmed.gov/32266381 . Full-text: https://doi.org/10.1093/cid/ciaa398

Zhao J, Yuan Q, Wang H, et al. Antibody responses to SARS-CoV-2 in patients of novel coronavirus disease 2019. Clin Infect Dis. 2020 Mar 28. PubMed: https://pubmed.gov/32221519. Full-text: https://doi.org/10.1093/cid/ciaa344

Zou L, Ruan F, Huang M, et al. SARS-CoV-2 Viral Load in Upper Respiratory Specimens of Infected Patients. N Engl J Med. 2020 Mar 19;382(12):1177-1179. PubMed: https://pubmed.gov/32074444. Full-text: https://doi.org/10.1056/NEJMc2001737