*** The following text is out-of-date.***
For the latest news about COVID-19, please open the COVID Reference homepage.
Contributeur:
Bruno Giroux
Une revue complète des techniques de laboratoire pour la détection des coronavirus a été récemment publiée (Löffelholz 2020).
Collecte d’échantillons
Le SRAS-CoV-2 peut être détecté dans différents tissus et fluides corporels. Dans une étude portant sur 1 070 échantillons prélevés sur 205 patients atteints de COVID-19, les échantillons de liquide de lavage broncho-alvéolaire ont montré les taux de positivité les plus élevés (14 sur 15; 93%), suivis par ordre décroissant par les expectorations (72 sur 104; 72%), les écouvillons nasaux (5 sur 8; 63%), les biopsies au pinceau de fibrobronchoscopie (6 sur 13; 46%), les écouvillons pharyngés (126 sur 398; 32%), les fèces (44 sur 153; 29%) et le sang (3 sur 307; 1%). Aucun des 72 échantillons d’urine n’a été testé positif (Wang 2020). Le virus n’a pas non plus été détecté dans le liquide vaginal de 10 femmes atteintes de COVID-19 (Saito 2020).
La réplication virale est très élevée dans les tissus des voies respiratoires supérieures, contrairement au SARS-CoV1 (Wölfel 2020).
Il est recommandé de prélever des échantillons sur des écouvillons nasopharyngés et oropharyngés qui peuvent être combinés dans le même tube.
Les échantillons des voies respiratoires inférieures peuvent inclure des expectorations, le cas échéant, une aspiration endotrachéale ou un lavage broncho-alvéolaire chez les patients avec une atteinte respiratoire plus grave. Cependant, un risque élevé d’aérosolisation doit être pris en compte invitant à respecter strictement les procédures de prévention et de contrôle des infections. Un autre échantillonnage peut être efféctué dans le sang et les selles (voir ci-dessous).
Le prélèvement à partir d’écouvillons nasopharyngés et de gorge peut provoquer une gêne pour les patients et exposer les agents de santé à la contamination.
Le virus est présent dans la salive et plusieurs études ont montré qu ‘ un échantillonnage de salive oropharyngée postérieure est réalisable et moins contraignant pour les patients et les professionnels de santé (To 2020, Yu 2020).
Bien qu’aucun cas de transmission par voie fécale-orale n’ait encore été signalé, il existe des éléments de preuves que le SRAS-CoV-2 se réplique activement dans le tractus gastro-intestinal. Une étude plus large de Zhuhai / Chine a montré une présence prolongée d’ARN viral du SRAS-CoV-2 dans des échantillons fécaux. Sur 41 des 74 patients (55%) de tels prélèvements se sont révélés positifs en ARN de SARS-CoV-2.
Des prélèvements d’origine respiratoire sont restés positifs pour l’ARN du virus pendant une moyenne de 16,7 jours tandis que les échantillons fécaux sont eux restés positifs en moyenne 30 jours après l’apparition des premiers symptômes (Wu 2020). Chez 22/133 patients ( 16.5%), le SRAS-CoV-2 était toujours détecté dans les expectorations ou les fèces, jusqu’à 39 et 13 jours, respectivement, après que les prélèvements pharyngés soient devenus négatifs (Chen 2020). Un échantillonnage de sites corporels supplémentaires est donc nécessaire. Cependant, une étude rapporte une absence de virus infectieux à partir d’échantillons de selles, malgré une concentration élevée en ARN viral (Wölfel 2020).
Le SRAS-CoV-2 est rarement détecté dans le sang (Wang 2020). Qu’en est-il du risque de transmission associé aux transfusions? Dans une étude de dépistage de 2430 dons de sang à Wuhan, des échantillons de plasma ont été trouvés positifs pour l’ARN viral de 4 donneurs asymptomatiques (Kwon 2020). Une autre étude coréenne a trouvé sept donneurs de sang asymptomatiques qui ont ensuite été identifiés comme des cas confirmés par COVID-19. Aucun des 9 receveurs de plaquettes ou de transfusions sanguines n’a été testé positif. La transmission transfusionnelle était considérée comme improbable (Chang 2020). Comme pour les matières fécales, il n’est pas clair si l’ARN détectable dans le sang signe une infectiosité possible.
PCR
Plusieurs kits de détection par qPCR sont disponibles, utilisant différentes amorces pour différentes sections de la séquence génétique du virus. Une revue de différents tests et dispositifs de diagnostic a récemment été publiée (Löffelholz 2020). Un protocole pour des essais de (RT) -PCR incluant deux cibles RdRp (IP2 et IP4) est décrit sur https://www.who.int/docs/default-source/coronaviruse /real-time-rt-pcr-assays-for-the-detection-of-sars-cov-2-institut-pasteur-paris.pdf?sfvrsn=3662fcb6_2
De nouveaux tests RT-PCR ciblant les gènes d’ARN polymérase (RdRp) / hélicase, de pointe et de nucléocapside dépendant de l’ARN du SARS-CoV-2 pourraient aider à améliorer le diagnostic de COVID-19. Par rapport au test RdRp-P2 utilisé dans la plupart des laboratoires européens, ces tests ne réagissent pas de manière croisée avec le SRAS-CoV1 en culture cellulaire et peuvent être considés comme ayant une meilleur sensibilité et spécificités (Chan 2020).
PCR qualitative
Plusieurs études ont montré que les patients testès PCR positifs mais asymptomatiques peuvent transmettre le virus (Bai 2020, Cereda 2020, Rothe 2020). Il a été décrit des cas de patients COVID-19, répondant aux critères de sortie de l’hôpital ou d’arrêt de quarantaine compte tenu de l’absence de symptômes cliniques et d’anomalies radiologiques, qui présentaient encore des résultats RT-PCR positifs 5 à 13 jours plus tard (Lan 2020).
Plusieurs raisons peuvent expliquer les faux négatifs en PCR , par des erreurs de laboratoire ou du fait de matériel viral insuffisant dans l’échantillonnage. Plusieurs patients avec une infection isolée des voies respiratoires inférieures cliniquement prouvée (Hao 2020, Xie 2020) et présentant des signes radiologiques caractéristiques de la pneumonie au COVID-19 avaient une PCR initiale négative ou faiblement positive. Dans ces cas, des tests itératifs pourraient être pratiqués car la probabilité que le SRAS-CoV-2 soit présent dans le pharynx nasal augmente en fonction du temps.
Quantification de la charge virale
Plusieurs études ont quantifié la charge virale du SRAS-CoV-2 dans différents échantillons. Dans une petite étude prospective, la charge virale des écouvillons nasaux et de gorge auprès des 17 patients symptomatiques a été analysée en fonction du jour d’apparition de tout symptôme (Zou 2020). Il convient de noter que la charge virale détectée chez le patient asymptomatique était similaire à celle des patients symptomatiques, ce qui suggère le potentiel de transmission des patients asymptomatiques ou peu symptomatiques.
Dans une autre étude sur 82 individus infectés, les charges virales dans les échantillons de prélèvement de gorge et de crachats ont atteint un pic environ 5 à 6 jours après le début des symptômes, allant d’environ 104 à 107 copies par ml pendant cette période (Pan 2020).
Dans une étude sur des échantillons de salive, contrairement au SRAS-Cov-1, les patients atteints de COVID-19 avaient la charge virale la plus élevée près de la présentation, ce qui pourrait expliquer la propagation rapide de cette épidémie, (jusqu’en 2020). La charge virale médiane dans la salive postérieure ou d’autres échantillons respiratoires à la présentation était de 5,2 log10 copies par ml (IQR 4.1-7.0). Sur un total de 323 échantillons provenant de 76 patients, la charge virale moyenne dans les expectorations (17429 copies / test) était significativement plus élevée que dans les prélèvements de gorge (2552 copies) et les prélèvements nasaux (651 copies). La charge virale était plus élevée aux stades précoces et progressifs qu’au stade de récupération (Yu 2020).
Des charges virales plus élevées peuvent être associées à des signes cliniques sévères. Dans une étude évaluant des échantillons en série de 21 cas bénins et 10 cas graves (Liu 2020), les cas bénins se sont révélés avoir une clairance virale précoce, avec 90% de ces patients testés par RT-PCR de façon itérative jusqu’au jour 10 après le début.
En revanche, tous les cas graves étaient toujours testés positifs au 10 eme jour. Cependant, des essais importants et prospectifs sont requis pour évaluer le validité de la charge virale du SRAS-CoV-2 comme marqueur de substitution pour évaluer la gravité et le pronostic de la maladie.
Diagnostic dans le contexte de pénurie de kits de test PCR
Il ne fait aucun doute que l’objectif global doit être de détecter autant de patients infectés possible. Cependant, dans de nombreux pays, une pénurie de kits de test d’approvisionnement ne permettra pas de répondre aux besoins d’une population infectée croissante. Une grande étude rétrospective cas-témoins de Singapour a évalué les facteurs prédictifs de l’infection par le SRAS-CoV-2, en utilisant les facteurs de risque d’exposition, les variables démographiques, les résultats cliniques et les résultats des tests cliniques (Sun 2020). Même en l’absence de facteurs de risque d’exposition et / ou de preuves radiologiques de pneumonie, les résultats et tests cliniques permettent d’identifier les sujets à haut risque de COVID-19.
Une leucopénie, une lymphopénie, une température corporelle plus élevée, une fréquence respiratoire augmentée, des symptômes gastro-intestinaux et une diminution de la production d’expectorations étaient fortement associés à un test positif au SRAS-CoV-2.
Cependant, ces modèles de prévision préliminaires sont très sensibles au contexte épidémiologique local et à la phase de l’épidémie mondiale. Cependant, le test d’acide nucléique ou le séquençage génétique sert de méthode de référence pour la confirmation de l’infection. Chaque fois que la PCR est disponible, elle doit être effectuée.
Sérologie
Le diagnostic actuel des infections virales par la recherche d’ anticorps spécifiques sera mis à profit pour en faire un objectif prioritaire dans la lutte contre la pandémie de COVID-19 (brève revue: Petherick 2020). Ces tests sérologiques sont d’une importance cruciale pour déterminer la séroprévalence, l’exposition antérieure et identifier, pour un objectif thérapeutique, les donneurs humains potentiels ayant produit des taux élevés d’anticorps.
Ils permettront également le dépistage du personnel de santé afin d’ identifier ceux déjà immunisés. Plusieurs groupes travaillent à un tel test (Amanat 2020) qui sera commercialement disponible sous peu.
Dans le cas du SARS-CoV-2, différents kits de dosage immuno-enzymatique (ELISA) utilisent la protéine de nucléocapside recombinante et la protéine de pointe(Löffelholz 2020). La protéine de pointe SARS-CoV-2 semble être la meilleure cible. Cependant, la partie relevante de la protéine de pointe pour la mise au point du test est moins clairement identifiée , d’autant que la spécificité de cette protéine est essentielle pour la performance du test. La réactivité croisée avec d’autres coronavirus peut être problématique.
Jusqu’à présent (début avril) aucun test sérologique validé n’est disponible. Les données préliminaires suggèrent que le profil des anticorps dirigés contre le SRAS-CoV-2 est similaire à celui du SRAS-CoV1 (Xiao 2020). Pour le SRAS-CoV1, aucun anticorps n’a été détecté dans les 7 premiers jours de la maladie, mais le titre d’IgG a augmenté de façon spectaculaire le 15e jour, atteignant un pic au 60e jour, et est resté élevé jusqu’au 180e jour, puis a décliné progressivement jusqu’au 720e jour. (Mo 2006).
La première étude d’envergure sur la réponse humorale de l’hôte contre le SRAS-CoV-2 a montré que la réponse humorale au virus pouvait aider au diagnostic du COVID-19, y compris les cas subcliniques (Guo 2020). Dans cette étude, la réponse IgA, IgM et IgG a été mise en évidence par un test ELISA basé sur la protéine nucléocapside virale recombinante et analysée sur 208 échantillons de plasma de 82 cas confirmés et 58 cas probables (Guo 2020). La durée médiane de détection des IgM et IgA était de 5 jours (IQR 3-6), tandis que les IgG étaient détectées 14 jours (IQR 10-18) après le début des symptômes, avec un taux de positif de 85,4%, 92,7% et 77,9% respectivement. L’efficacité de détection par IgM ELISA était supérieure à celle du qPCR après 5,5 jours d’apparition des symptômes.
Dans une autre étude portant sur 173 patients, le taux de séroconversion (temps médian) des anticorps IgA, IgM et IgG étaient respectivement de 93,1% (11 jours), 82,7% (12 jours) et 64,7% (14 jours). Un titre plus élevé d’anticorps était indépendamment associé à une classification clinique pire (Zhao 2020).
Radiologie
Tomodensitométrie
La tomodensitométrie (TDM) peut jouer un rôle important à la fois dans le diagnostic, l’évaluation de l’extension de la maladie et le suivi du patient. La TDM thoracique a une sensibilité relativement élevée pour le diagnostic de COVID-19 (Ai 2020, Fang 2020). Cependant, environ la moitié des patients peuvent avoir un scanner normal au cours des 1 à 2 premiers jours suivant l’apparition des symptômes (Bernheim 2020). Par ailleurs il est devenu rapidement évident, concernant la pandémie actuelle, qu’une proportion considérable de patients évalués avant le début des symptômes, peuvent déjà avoir des images pathologiques en TDM (Chan 2020, Shi 2020). Chez certains patients, malgré les résultats radiologiques évoquant une pneumonie, l’analyse PCR des écouvillons nasopharyngés se révélait toujours négative (Xu 2020).
Les clichés évoquant le pathologie montrent généralement une atteinte bilatérale, avec de multiples opacités en plaques ou en verre dépoli de pneumopathie intertitielle avec une distribution sous-pleurale dans plusieurs lobes Les lésions peuvent rappeler celles observées dans le SRAS et du MERS (Hosseiny 2020).
Une revue systématique des résultats de l’imagerie chez 919 patients a révélé le plus fréquemment une atteinte interstitielle multilatérale et bilatérale selon une distribution périphérique ou postérieure, principalement dans les lobes inférieurs et moins fréquemment dans le lobe moyen droit (Salehi 2020). Dans cette revue des opacités nodulaires superposées au syndrome interstitiel a été trouvée dans un plus petit nombre de cas, principalement dans la population âgée. L’épaississement septal, la bronchectasie, l’épaississement pleural et l’atteinte sous-pleurale étaient moins fréquents, principalement aux derniers stades de la maladie. L’épanchement pleural ou péricardique, une lymphadénopathie, la cavitation, le signe de halo CT et le pneumothorax étaient rares (Salehi 2020).
L’évolution de la maladie en imagerie n’est pas bien comprise. Cependant, après le début des symptômes, les images évocatrices en TDM sont plus fréquentes, y compris lors de la consolidation, (Bernheim 2020 ). Certains experts ont proposé que l’imagerie puisse être décrite en quatre phases (Li 2020).
Au début, plusieurs petites ombres inégales et changements interstitiels émergent.
Dans la phase de progression, les lésions intertitielles s’étendent, associées à une condensation infiltrante bilatérale
Dans la phase sévère, des condensations pulmonaires massives et des «poumons blancs» sont observés. L’épanchement pleural est par contre rare.
Dans la phase tardive , les lésions intertitielles et les condensations pulmonaires s’organisent en fibrose.
Dans une étude longitudinale analysant 366 tomodensitogrammes chez 90 patients atteints de pneumonie au COVID-19, l’étendue des anomalies pulmonaires progresse rapidement avec un pic vers les 6 et 11 eme jour (Wang 2020). L’aspect majeur des anomalies radiologiques après le début des symptômes correspondait à une pneumopathie intertitielle et des opacités en verre dépoli (45-62%). À mesure que la pneumonie progresse, les lésions s’étendent et se développent en opacités diffuses bilatérales en quelques jours (Guan 2020).
La plupart des patients au sortir de la maladie présentaient des lésions résiduelles à la TDM finale (Wang 2020).
Des études avec un suivi long terme sont requises pour évaluer les dommages pulmonaires, dont la fibrose, comme il est constaté avec les infections à SRAS et MERS. La fibrose pulmonaire devrait être le principal facteur conduisant à un dysfonctionnement pulmonaire majeur un impact sur la qualité de vie des rescapés du COVID-19. Des recherches additionnelles doivent étudier la corrélation entre les images TDM , la gravité de la maladie et l’évolution clinique.(Lee 2020).
Il convient de noter que la tomodensitométrie thoracique n’est pas recommandée chez tous les patients atteints de COVID-19, en particulier chez ceux qui sont en assez bonne santé pour être renvoyés chez eux ou ceux qui n’ont que des symptômes de courte durée (<2 jours).
En cas de COVID-19, un grand nombre de patients infectés ou suspectés d’infection se dirigent vers l’hôpital. Par conséquent, la charge de travail du service de radiologie augmente fortement. Étant donné que la voie de transmission du SRAS-CoV-2 passe par des gouttelettes respiratoires et une transmission par contact étroit, tout examen radiologique non justifié doit être évité. Un aperçu de la prévention et du contrôle de l’épidémie de COVID-19 au service de radiologie est fourni par An et al.
Échographie et TEP
Certains experts ont postulé que l’échographie pulmonaire (LUS) pourrait être utile, car elle peut permettre la pratique concomitante d’un examen clinique et d’une imagerie pulmonaire par le même médecin (Buonsenso 2020, Soldati 2020). Les avantages potentiels du LUS incluent le faible encombrement de l’appareillage, l’évaluation au chevet du patient, la sécurité et la possibilité de répéter l’examen pendant le suivi. L’expérience en particulier de l’Italie avec l’échographie pulmonaire a amélioré l’évaluation de l’atteinte pulmonaire et peut également réduire l’utilisation des radiographies pulmonaires et de la TDM. Un système de notation ponctuelle est utilisé par région et par échographie (Vetrugno 2020). Cependant, l’importance diagnostique et pronostique du LUS dans COVID-19 est incertain.
Il n’existe pas non plus d’utilité clinique d’autres techniques d’imagerie telles que l’imagerie TEP / CT 18F-FDG dans le diagnostic différentiel des cas complexes (Deng 2020, Qui 2020).
Références
Ai T, Yang Z, Hou H, et al. Correlation of Chest CT and RT-PCR Testing in Coronavirus Disease 2019 (COVID-19) in China: A Report of 1014 Cases. Radiology. 2020 Feb 26:200642. PubMed: https://pubmed.gov/32101510. Full-text: https://doi.org/10.1148/radiol.2020200642
Amanat F, Nguyen T, Chromikova V, et al. Serological assay to detect SARS-CoV-2 seroconversion in humans. Full-text: https://doi.org/10.1101/2020.03.17.20037713
An P, Ye Y, Chen M, Chen Y, Fan W, Wang Y. Management strategy of novel coronavirus (COVID-19) pneumonia in the radiology department: a Chinese experience. Diagn Interv Radiol. 2020 Mar 25. PubMed: https://pubmed.gov/32209526. Full-text: https://doi.org/10.5152/dir.2020.20167
Bai HX, Hsieh B, Xiong Z, et al. Performance of radiologists in differentiating COVID-19 from viral pneumonia on chest CT. Radiology. 2020:200823. [PMID: 32155105] doi:10.1148/radiol.2020200823
Bai HX, Hsieh B, Xiong Z, et al. Performance of radiologists in differentiating COVID-19 from viral pneumonia on chest CT. Radiology. 2020 Mar 10:200823. Full-text: https://doi.org/10.1148/radiol.2020200823
Bai Y, Yao L, Wei T, et al. Presumed Asymptomatic Carrier Transmission of COVID-19. JAMA. 2020 Feb 21. PubMed: https://pubmed.gov/32083643. Full-text: https://doi.org/10.1001/jama.2020.2565
Bernheim A, Mei X, Huang M, Yang Y, et al. Chest CT Findings in Coronavirus Disease-19 (COVID-19): Relationship to Duration of Infection. Radiology. 2020 Feb 20:200463. https://doi.org/10.1148/radiol.2020200463.
Buonsenso D, Pata D, Chiaretti A. COVID-19 outbreak: less stethoscope, more ultrasound. Lancet Respir Med. 2020 Mar 20. PubMed: https://pubmed.gov/32203708. Full-text: https://doi.org/10.1016/S2213-2600(20)30120-X
Cereda D, Tirani M, Rovida F, et al. The early phase of the COVID-19 outbreak in Lombardy, Italy. https://arxiv.org/ftp/arxiv/papers/2003/2003.09320.pdf. Accessed 27 March 2020.
Chan JF, Yip CC, To KK, et al. Improved molecular diagnosis of COVID-19 by the novel, highly sensitive and specific COVID-19-RdRp/Hel real-time reverse transcription-polymerase chain reaction assay validated in vitro and with clinical specimens. J Clin Microbiol. 2020 Mar 4. PubMed: https://pubmed.gov/32132196. Full-text: https://doi.org/10.1128/JCM.00310-20
Chan JF, Yuan S, Kok KH, et al. A familial cluster of pneumonia associated with the 2019 novel coronavirus indicating person-to-person transmission: a study of a family cluster. Lancet. 2020 Feb 15;395(10223):514-523. PubMed: https://pubmed.gov/31986261. Full-text: https://doi.org/10.1016/S0140-6736(20)30154-9
Chang L, Zhao L, Gong H, Wang L, Wang L. Severe Acute Respiratory Syndrome Coronavirus 2 RNA Detected in Blood Donations. Emerg Infect Dis. 2020 Apr 3;26(7). PubMed: https://pubmed.gov/32243255. Full-text: https://doi.org/10.3201/eid2607.200839
Chen C, Gao G, Xu Y, et al. SARS-CoV-2–Positive Sputum and Feces After Conversion of Pharyngeal Samples in Patients With COVID-19. Ann Intern Med. 2020, March 30. Full-text: https://annals.org/aim/fullarticle/2764036/sars-cov-2-positive-sputum-feces-after-conversion-pharyngeal-samples
Cheng MP, Papenburg J, Desjardins M, et al. Diagnostic Testing for Severe Acute Respiratory Syndrome-Related Coronavirus-2: A Narrative Review. Ann Intern Med. 2020 Apr 13. pii: 2764737. PubMed: https://pubmed.gov/32282894. Full-text: https://doi.org/10.7326/M20-1301.
Corman VM, Landt O, Kaiser M, et al. Detection of 2019 novel coronavirus (2019-nCoV) by real-time RT-PCR. Euro Surveill. 2020 Jan;25(3). PubMed: https://pubmed.gov/31992387. Full-text: https://doi.org/10.2807/1560-7917.ES.2020.25.3.2000045
Deng Y, Lei L, Chen Y, Zhang W. The potential added value of FDG PET/CT for COVID-19 pneumonia. Eur J Nucl Med Mol Imaging. 2020 Mar 21. PubMed: https://pubmed.gov/32198615. Full-text: https://doi.org/10.1007/s00259-020-04767-1
Fang Y, Zhang H, Xie J, et al. Sensitivity of Chest CT for COVID-19: Comparison to RT-PCR. Radiology. 2020 Feb 19:200432. PubMed: https://pubmed.gov/32073353. Full-text: https://doi.org/10.1148/radiol.2020200432
Guan W, Liu J, Yu C. CT Findings of Coronavirus Disease (COVID-19) Severe Pneumonia. AJR Am J Roentgenol. 2020 Mar 24:W1-W2. PubMed: https://pubmed.gov/32208010. Full-text: https://doi.org/10.2214/AJR.20.23035
Gudbjartsson DF, Helgason A, Jonsson H, et al. Spread of SARS-CoV-2 in the Icelandic Population. N Engl J Med. 2020 Apr 14. PubMed: https://pubmed.gov/32289214. Full-text: https://doi.org/10.1056/NEJMoa2006100.
Guo L, Ren L, Yang S, et al. Profiling Early Humoral Response to Diagnose Novel Coronavirus Disease (COVID-19). Clin Infect Dis. 2020 Mar 21. PubMed: https://pubmed.gov/32198501. Full-text: https://doi.org/10.1093/cid/ciaa310
Guo WL, Jiang Q, Ye F, et al. Effect of throat washings on detection of 2019 novel coronavirus. Clin Infect Dis. 2020 Apr 9. pii: 5818370. PubMed: https://pubmed.gov/32271374. Full-text: https://doi.org/10.1093/cid/ciaa416.
Hao W. Clinical Features of Atypical 2019 Novel Coronavirus Pneumonia with an initially Negative RT-PCR Assay. J Infect. 2020 Feb 21. PubMed: https://pubmed.gov/32092387. Full-text: https://doi.org/10.1016/j.jinf.2020.02.008
He X, Lau EHY, Wu P, et al. Temporal dynamics in viral shedding and transmissibility of COVID-19. Nat Med. 2020 Apr 15. pii: 10.1038/s41591-020-0869-5. PubMed: https://pubmed.gov/32296168. Full-text: https://doi.org/10.1038/s41591-020-0869-5.
Hope MD, Raptis CA, Henry TS. Chest Computed Tomography for Detection of Coronavirus Disease 2019 (COVID-19): Don´t Rush the Science. Ann Intern Med. 2020 Apr 8. pii: 2764546. PubMed: https://pubmed.gov/32267912. Full-text: https://doi.org/10.7326/M20-1382.
Hosseiny M, Kooraki S, Gholamrezanezhad A, Reddy S, Myers L. Radiology Perspective of Coronavirus Disease 2019 (COVID-19): Lessons From Severe Acute Respiratory Syndrome and Middle East Respiratory Syndrome. AJR Am J Roentgenol. 2020 Feb 28:1-5. PubMed: https://pubmed.gov/32108495. Full-text: https://doi.org/10.2214/AJR.20.22969
Huang Y, Chen S, Yang Z, et al. SARS-CoV-2 Viral Load in Clinical Samples of Critically Ill Patients. Am J Respir Crit Care Med. 2020 Apr 15. PubMed: https://pubmed.gov/32293905. Full-text: https://doi.org/10.1164/rccm.202003-0572LE
Kwon SY, Kim EJ, Jung YS, Jang JS, Cho NS. Post-donation COVID-19 identification in blood donors. Vox Sang. 2020 Apr 2. PubMed: https://pubmed.gov/32240537. Full-text: https://doi.org/10.1111/vox.12925
Lan L, Xu D, Ye G, et al. Positive RT-PCR Test Results in Patients Recovered From COVID-19. JAMA. 2020 Feb 27. PubMed: https://pubmed.gov/32105304. Full-text: https://doi.org/10.1001/jama.2020.2783
Lee EYP, Ng MY, Khong PL. COVID-19 pneumonia: what has CT taught us? Lancet Infect Dis. 2020 Apr;20(4):384-385. PubMed: https://pubmed.gov/32105641. Full-text: https://doi.org/10.1016/S1473-3099(20)30134-1
Li M, Lei P, Zeng B, et al. Coronavirus Disease (COVID-19): Spectrum of CT Findings and Temporal Progression of the Disease. Acad Radiol. 2020 Mar 20. pii: S1076-6332(20)30144-6. PubMed: https://pubmed.gov/32204987. Full-text: https://doi.org/10.1016/j.acra.2020.03.003
Li Y, Xia L. Coronavirus Disease 2019 (COVID-19): Role of Chest CT in Diagnosis and Management. AJR Am J Roentgenol. 2020 Mar 4:1-7. PubMed: https://pubmed.gov/32130038. Full-text: https://doi.org/10.2214/AJR.20.22954
Li Y, Yao L, Li J, et al. Stability issues of RT-PCR testing of SARS-CoV-2 for hospitalized patients clinically diagnosed with COVID-19. J Med Virol. 2020 Mar 26. PubMed: https://pubmed.gov/32219885. Full-text: https://doi.org/10.1002/jmv.25786
Liu Y, Yan LM, Wan L, et al. Viral dynamics in mild and severe cases of COVID-19. Lancet Infect Dis. 2020 Mar 19. PubMed: https://pubmed.gov/32199493. Full-text: https://doi.org/10.1016/S1473-3099(20)30232-2
Loeffelholz MJ, Tang YW. Laboratory diagnosis of emerging human coronavirus infections – the state of the art. Emerg Microbes Infect. 2020 Dec;9(1):747-756. PubMed: https://pubmed.gov/32196430. Full-text: https://doi.org/10.1080/22221751.2020.1745095
Mo H, Zeng G, Ren X, et al. Longitudinal profile of antibodies against SARS-coronavirus in SARS patients and their clinical significance. Respirology. 2006 Jan;11(1):49-53. PubMed: https://pubmed.gov/16423201. Full-text: https://doi.org/10.1111/j.1440-1843.2006.00783.x
Nair A, Rodrigues JCL, Hare S, et al. A British Society of Thoracic Imaging statement: considerations in designing local imaging diagnostic algorithms for the COVID-19 pandemic. Clin Radiol. 2020 May;75(5):329-334. PubMed: https://pubmed.gov/32265036. Full-text: https://doi.org/10.1016/j.crad.2020.03.008.
Okba NMA, Muller MA, Li W, et al. Severe Acute Respiratory Syndrome Coronavirus 2-Specific Antibody Responses in Coronavirus Disease 2019 Patients. Emerg Infect Dis. 2020 Apr 8;26(7). PubMed: https://pubmed.gov/32267220.
Pan Y, Long L, Zhang D, et al. Potential false-negative nucleic acid testing results for Severe Acute Respiratory Syndrome Coronavirus 2 from thermal inactivation of samples with low viral loads. Clin Chem. 2020 Apr 4. pii: 5815979. PubMed: https://pubmed.gov/32246822. Full-text: https://doi.org/10.1093/clinchem/hvaa091
Pan Y, Zhang D, Yang P, Poon LLM, Wang Q. Viral load of SARS-CoV-2 in clinical samples. Lancet Infect Dis. 2020 Feb 24. PubMed: https://pubmed.gov/32105638. Full-text: https://doi.org/10.1016/S1473-3099(20)30113-4
Petherick A. Developing antibody tests for SARS-CoV-2. Lancet. 2020 Apr 4;395(10230):1101-1102. PubMed: https://pubmed.gov/32247384. Full-text: https://doi.org/10.1016/S0140-6736(20)30788-1
Qin C, Liu F, Yen TC, Lan X. (18)F-FDG PET/CT findings of COVID-19: a series of four highly suspected cases. Eur J Nucl Med Mol Imaging. 2020 Feb 22. PubMed: https://pubmed.gov/32088847. Full-text: https://doi.org/10.1007/s00259-020-04734-w
Qiu L, Liu X, Xiao M, et al. SARS-CoV-2 is not detectable in the vaginal fluid of women with severe COVID-19 infection. Clin Infect Dis 2020, April 2. Full-text: https://doi.org/10.1093/cid/ciaa375
Raptis CA, Hammer MM, Short RG, et al. Chest CT and Coronavirus Disease (COVID-19): A Critical Review of the Literature to Date. AJR Am J Roentgenol. 2020 Apr 16:1-4. PubMed: https://pubmed.gov/32298149. Full-text: https://doi.org/10.2214/AJR.20.23202
Rodrigues JCL, Hare SS, Edey A, et al. An update on COVID-19 for the radiologist – A British society of Thoracic Imaging statement. Clin Radiol. 2020 May;75(5):323-325. PubMed: https://pubmed.gov/32216962. Full-text: https://doi.org/10.1016/j.crad.2020.03.003
Rothe C, Schunk M, Sothmann P, et al. Transmission of 2019-nCoV Infection from an Asymptomatic Contact in Germany. N Engl J Med. 2020 Mar 5;382(10):970-971. PubMed: https://pubmed.gov/32003551. Full-text: https://doi.org/10.1056/NEJMc2001468
Saito M, Adachi E, Yamayoshi S, et al. Gargle lavage as a safe and sensitive alternative to swab samples to diagnose COVID-19: a case report in Japan. Clin Infect Dis. 2020 Apr 2. pii: 5815296. PubMed: https://pubmed.gov/32241023. Full-text: https://doi.org/10.1093/cid/ciaa377
Salehi S, Abedi A, Balakrishnan S, Gholamrezanezhad A. Coronavirus Disease 2019 (COVID-19): A Systematic Review of Imaging Findings in 919 Patients. AJR Am J Roentgenol. 2020 Mar 14:1-7. PubMed: https://pubmed.gov/32174129. Full-text: https://doi.org/10.2214/AJR.20.23034
Scorzolini L, Corpolongo A, Castilletti C, Lalle E, Mariano A, Nicastri E. Comment of the potential risks of sexual and vertical transmission of Covid-19 infection. Clin Infect Dis. 2020 Apr 16. pii: 5820874. PubMed: https://pubmed.gov/32297915. Full-text: https://doi.org/10.1093/cid/ciaa445
Shi H, Han X, Jiang N, et al. Radiological findings from 81 patients with COVID-19 pneumonia in Wuhan, China: a descriptive study. Lancet Infect Dis. 2020 Apr;20(4):425-434. PubMed: https://pubmed.gov/32105637. Full-text: https://doi.org/10.1016/S1473-3099(20)30086-4
Soldati G, Smargiassi A, Inchingolo R, et al. Is there a role for lung ultrasound during the COVID-19 pandemic? J Ultrasound Med. 2020 Mar 20. PubMed: https://pubmed.gov/32198775. Full-text: https://doi.org/10.1002/jum.15284
Song C, Wang Y, Li W, et al. Absence of 2019 Novel Coronavirus in Semen and Testes of COVID-19 Patients. Biol Reprod. 2020 Apr 16. pii: 5820830. PubMed: https://pubmed.gov/32297920. Full-text: https://doi.org/10.1093/biolre/ioaa050
Sun Y, Koh V, Marimuthu K, et al. Epidemiological and Clinical Predictors of COVID-19. Clin Infect Dis. 2020 Mar 25. pii: 5811426. PubMed: https://pubmed.gov/32211755. Full-text: https://doi.org/10.1093/cid/ciaa322
To KK, Tsang OT, Leung WS, et al. Temporal profiles of viral load in posterior oropharyngeal saliva samples and serum antibody responses during infection by SARS-CoV-2: an observational cohort study. Lancet Infect Dis. 2020 Mar 23. pii: S1473-3099(20)30196-1. PubMed: https://pubmed.gov/32213337. Full-text: https://doi.org/10.1016/S1473-3099(20)30196-1
Vetrugno L, Bove T, Orso D, et al. Our Italian Experience Using Lung Ultrasound for Identification, Grading and Serial Follow-up of Severity of Lung Involvement for Management of Patients with COVID-19. Echocardiography. 2020 Apr 1. PubMed: https://pubmed.gov/32239532. Full-text: https://doi.org/10.1111/echo.14664
Wang W, Xu Y, Gao R, et al. Detection of SARS-CoV-2 in Different Types of Clinical Specimens. JAMA. 2020 Mar 11. pii: 2762997. PubMed: https://pubmed.gov/32159775. Full-text: https://doi.org/10.1001/jama.2020.3786
Wang X, Yao H, Xu X, et al. Limits of Detection of Six Approved RT-PCR Kits for the Novel SARS-coronavirus-2 (SARS-CoV-2). Clin Chem. 2020 Apr 13. pii: 5819547. PubMed: https://pubmed.gov/32282874.
Wang Y, Dong C, Hu Y, et al. Temporal Changes of CT Findings in 90 Patients with COVID-19 Pneumonia: A Longitudinal Study. Radiology. 2020 Mar 19:200843. PubMed: https://pubmed.gov/32191587. Full-text: https://doi.org/10.1148/radiol.2020200843
Wolfel R, Corman VM, Guggemos W, et al. Virological assessment of hospitalized patients with COVID-2019. Nature. 2020 Apr 1. pii: 10.1038/s41586-020-2196-x. PubMed: https://pubmed.gov/32235945. Full-text: https://doi.org/10.1038/s41586-020-2196-x
Wu Y, Guo C, Tang L, et al. Prolonged presence of SARS-CoV-2 viral RNA in faecal samples. Lancet Gastroenterol Hepatol. 2020 Mar 19. pii: S2468-1253(20)30083-2. PubMed: https://pubmed.gov/32199469. Full-text: https://doi.org/10.1016/S2468-1253(20)30083-2
Xia J, Tong J, Liu M, Shen Y, Guo D. Evaluation of coronavirus in tears and conjunctival secretions of patients with SARS-CoV-2 infection. J Med Virol. 2020;1-6. https://doi.org/10.1002/jmv.25725.
Xiao AT, Tong YX, Zhang S. False-negative of RT-PCR and prolonged nucleic acid conversion in COVID-19: Rather than recurrence. J Med Virol. 2020 Apr 9. PubMed: https://pubmed.gov/32270882. Full-text: https://doi.org/10.1002/jmv.25855
Xiao DAT, Gao DC, Zhang DS. Profile of Specific Antibodies to SARS-CoV-2: The First Report. J Infect. 2020 Mar 21. pii: S0163-4453(20)30138-9. PubMed: https://pubmed.gov/32209385. Full-text: https://doi.org/10.1016/j.jinf.2020.03.012
Xie X, Zhong Z, Zhao W, Zheng C, Wang F, Liu J. Chest CT for Typical 2019-nCoV Pneumonia: Relationship to Negative RT-PCR Testing. Radiology. 2020 Feb 12:200343. PubMed: https://pubmed.gov/32049601. Full-text: https://doi.org/10.1148/radiol.2020200343
Xu J, Wu R, Huang H, et al. Computed Tomographic Imaging of 3 Patients With Coronavirus Disease 2019 Pneumonia With Negative Virus Real-time Reverse-Transcription Polymerase Chain Reaction Test. Clin Infect Dis. 2020 Mar 31. pii: 5814104. PubMed: https://pubmed.gov/32232429. Full-text: https://doi.org/10.1093/cid/ciaa207
Xu K, Chen Y, Yuan J, et al. Factors associated with prolonged viral RNA shedding in patients with COVID-19. Clin Infect Dis. 2020 Apr 9. pii: 5818308. PubMed: https://pubmed.gov/32271376. Full-text: https://doi.org/10.1093/cid/ciaa351
Yu F, Yan L, Wang N, et al. Quantitative Detection and Viral Load Analysis of SARS-CoV-2 in Infected Patients. Clin Infect Dis. 2020 Mar 28. PubMed: https://pubmed.gov/32221523. Full-text: https://doi.org/10.1093/cid/ciaa345
Yuan J, Kou S, Liang Y, Zeng J, Pan Y, Liu L. PCR Assays Turned Positive in 25 Discharged COVID-19 Patients. Clin Infect Dis. 2020 Apr 8. pii: 5817588. PubMed: https://pubmed.gov/32266381. Full-text: https://doi.org/10.1093/cid/ciaa398
Zhao J, Yuan Q, Wang H, et al. Antibody responses to SARS-CoV-2 in patients of novel coronavirus disease 2019. Clin Infect Dis. 2020 Mar 28. PubMed: https://pubmed.gov/32221519. Full-text: https://doi.org/10.1093/cid/ciaa344
Zou L, Ruan F, Huang M, et al. SARS-CoV-2 Viral Load in Upper Respiratory Specimens of Infected Patients. N Engl J Med. 2020 Mar 19;382(12):1177-1179. PubMed: https://pubmed.gov/32074444. Full-text: https://doi.org/10.1056/NEJMc2001737