Diagnose

Bernd Sebastian Kamps
& Christian Hoffmann

 

Die rasche Diagnose ist entscheidend: infizierte Personen müssen so schnell wie möglich identifiziert und isoliert werden. Da sowohl die klinischen Symptome als auch die radiologischen Befunde von COVID-19 unspezifisch sind, muss die SARS-CoV-2-Infektion durch eine auf Nukleinsäuren basierende Polymerasekettenreaktion (PCR) bestätigt werden. Innerhalb weniger Tage nach Entdeckung und Sequenzierung des Erregers wurden PCR-Tools entwickelt, ein erstes Paper wurde bereits am 25. Januar veröffentlicht (Corman 2020). Für die PCR gibt es vorläufige Anleitungen, die am 19. März 2020 veröffentlicht wurden (WHO 2020). Mittlerweile gibt es einige sehr gute, aktuelle Reviews zum Nachweis, Problemen und Labortechniken bei der Diagnose von SARS-CoV2-Infektionen (Chen 2020, Löffelholz 2020).

Wichtig ist, dass nur Patienten getestet werden, bei denen ein Test auch tatsächlich eine Konsequenz hat. Dies ist vielen Patienten nicht der Fall und dann mitunter nicht immer leicht zu vermitteln. Ein Kontakt mit einer infizierten Person vor ein paar Tagen reicht nicht. Ein junger Patient mit milden oder moderaten Symptomen, der zuhause alleine lebt, braucht keine PCR-Testung. Auch wenn er sich Sorgen macht. Auch wenn er Fieber kriegt und sich noch mehr Sorgen macht. Er bleibt zunächst in häuslicher Quarantäne, wird bei Bedarf krank geschrieben und wartet mindestens 14 Tage (nach Beginn der Symptome) ab, bis es ihm wieder gut geht. Eine Testung ist wäre nur sinnvoll, wenn es um die Frage geht, ob er nach den 14 Tagen wieder in einem Altenheim arbeiten kann. Das RKI fordert bei erkrankten Personen aus medizinischen und Pflege-Einrichtungen neben einer mindestens 48-stündigen Symptomfreiheit eine negative Testung (nasopharyngeal) vor Wiederaunahme der Arbeit.

Das Gleiche gilt für ein Paar, das aus Italien zurückgekehrt ist und nun ein leichtes Kratzen im Hals verspürt. Es muss ohnehin zuhause in Quarantäne bleiben. Es sollten keine Ressourcen verschwendet werden! Bei einer vierköpfigen Familie, die mit typischen COVID-19-Symptomen daheim aufeinander sitzt, reicht die Testung bei einer (symptomatischen) Person. Wenn diese positiv getestet ist, müssen nicht alle anderen auch noch untersucht werden.

In anderen Situationen muss unbedingt ein Test durchgeführt und ggf. auch wiederholt werden, insbesondere bei medizinischem Fachpersonal mit Symptomen, aber auch zum Beispiel in Pflegeheimen, um einen Ausbruch möglichst rasch zu detektieren und dann entsprechend reagieren zu können. Ein beträchtlicher Teil der SARS-CoV-2-Infektionen sind noskomial erworben.

Auch wenn es ständig aktualisierte Empfehlungen durch Institutionen des Gesundheitssystems gibt, wer wann von wem getestet werden soll: sie sind immer wieder an die lokale epidemiologische Situation anzupassen. Mit abnehmenden Infektionsraten und steigenden Testkapazitäten werden zukünftig mehr Patienten getestet werden können, möglicherweise alle mit respiratorischen Problemen; die Indikationen werden ausgeweitet werden können. Aber noch sollte gezielt getestet werden, um Kapazitäten zu sparen.

Probenentnahme

SARS-CoV-2 kann in Geweben und Körperflüssigkeiten nachgewiesen werden. In einer Studie an 1.070 Proben von 205 COVID-19-Patienten waren die Detektionsraten in Proben bronchoalveolärer Lavageflüssigkeit am höchsten (14/15; 93%), gefolgt von Sputum (72/104; 72%) und Nasenabstrichen (5/8; 63%). Auch in Bürstenbiopsien bzw. Bronchoskopie (6/13; 46%), Rachenabstrichen (126/398; 32%), Stuhl (44/153; 29%) und Blutplasma (3/307; 1%) wurde das Virus nachgeweisen. Dagegen wurde keine einzige von 72 Urinproben positiv getestet (Wang 2020). Das Virus wurde auch nicht in der Vaginalflüssigkeit gefunden (Saito 2020), ebenso wenig im Sperma und in der Muttermilch (Song 2020, Scorzolini 2020). In Tränenflüssigkeit und konjunktivalen Abstrichen war es selten nachweisbar (Xia 2020).

Proben können auch aus Sputum (falls produzierbar), Endotrachealaspirat oder bronchoalveoläre Lavage entnommen werden. Wahrscheinlich ist die Sensitivität höher, und vor allem bei schwer kranken Patienten ist oft mehr Virus in den tiefen als in den oberen Atemwegen zu finden (Huang 2020). Dabei besteht jedoch immer ein hohes Risiko einer “Aerosolisierung” und damit die Gefahr, dass sich der Untersucher infiziert.

Anders als SARS-CoV (Wölfel 2020) repliziert SARS-CoV-2 aber auch vergleichsweise stark in den oberen Atemwegen. Nach Empfehlungen der WHO sollten deshalb bei ambulanten Patienten für die PCR am besten Proben der oberen Atemwege (Nasopharyngeal- und Oropharyngealabstrich oder -spülung) entnommen werden (WHO 2020). Die Proben von Nasopharyngeal- als auch von Oropharyngealabstrichen sollten gepoolt untersucht werden, es reicht also jeweils eine gemeinsame Probe.

Nasopharynx-Abstrichentnahme praktisch

Wichtig ist die korrekte Durchführung des Abstrichs. Sowohl bei Nasopharynx- als auch bei Oropharyngealabstrichen gibt es eine Reihe von Fehlermöglichkeiten, die vor allem zu falsch-negativen Ergebnissen führen kann. Außerdem müssen unbedingt Schutzmaßnahmen ergriffen werden, um den Untersucher nicht zu gefährden. Jeder Abstrich birgt ein hohes Risiko einer Infektion! Atemschutz (mindestens FFP2), Schutzbrille und –kittel und Handschuhe sind Voraussetzung. Das richtiges An- und Ablegen der Schutzkleidung sollte geübt werden! Selbst beim Ablegen einer Schutzmaske passieren viele Fehler.

Für den Abstrich sollte der Patient sich auf einen Stuhl setzen und den Kopf etwas in den Nacken legen. Der Untersucher sollte sich etwas versetzt zum Patienten stellen, um einem etwaigem Hustenabfall direkt aus dem Weg gehen zu können. Dem Patienten sagen, dass es kurz unangenehm werden kann. Es sollten Abstrichtupfer verwendet werden, die für den Virusnachweis geeignet sind und einen möglichst flexiblen Kunststoffschaft besitzen. Holzstäbchen können Viren inaktivieren und bergen ein hohes Verletzungsrisiko. Das Abstrichstäbchen sollte wie ein Stift zwischen Daumen und Zeigefinger gehalten werden, das Ende sollte also nirgends anliegen. Die Hinterwand des Nasopharynx ist oft erst nach 5-7 cm erreicht, es ist dann ein leichter Widerstand zu spüren. Bei Rachenabstrichen sollte Berührungen des Tupfers mit Zähnen und Zunge vermieden werden, der Abstrich ist an der Hinterwand abzunehmen, direkt neben dem Zäpfchen. Vorsicht Würgereiz! Für die richtige Durchführung der Abstriche gibt es eine Fülle praktischer Videos im Internet. Viele Patienten können nach entsprechender Einweisung die Abstriche auch selbst durchführen.

Wir haben bei Patienten, die dazu in der Lage sind (die meisten!) mitterweile auch häusliche Abstriche etabliert. Dabei wird ein Bote mit den Abstrichröhrchen direkt zu den Patienten nach Hause geschickt, der die Röhrchen idealerweise vor die Haustür legt. Ein direkter Kontakt zwischen Patient und Bote ist zu vermeiden. Die fertigen Abstrichröhrchen sollten vom Boten nicht berührt werden (entweder direkt in eine Tüte geben lassen oder mit einer umgestülpten Tüte aufsammeln) und direkt zurück gebracht werden (kein Postversand!). Dies erfordert eine vorherige, genaue Instruktion, ist aber in der Regel ganz gut machbar.

Die Abstriche können trocken oder in einer kleinen Menge NaCl aufbewahrt werden, ggf. ist dies vorher mit dem Labor zu klären. Eine schnelle Untersuchung ist wichtig, die Proben sollten möglichst noch am gleichen Tag untersucht werden. Wärme ist ungünstig. In einer kleinen Studie wurden Proben durch 30-minütige Inkubation in einem Wasserbad bei 56° C inaktiviert. Immerhin 7/15 Proben mit niedrigen Viruswerten wurden falsch negativ. Auch eine längere Lagerung führte zu falsch negativen Ergebnissen (Pan 2020).

Andere Proben

Das Sammeln von Proben aus Nasopharyngeal- und Rachenabstrichen ist unangenehm. Es führt bei einigen Patienten zu Beschwerden und Abwehr. Das Virus ist auch im Speichel vorhanden, und mehrere Studien haben gezeigt, dass Speichelproben des hinteren oropharyngealen Bereichs für Patienten und Untersucher besser akzeptiert werden (To 2020, Yu 2020). Auch einfache Rachenspülflüssigkeit (“gurgeln”) kann ausreichen. In einer kleinen Studie, in der Patienten mit 20 ml einfacher Kochsalzlösung die hintere Rachenwand für 5-10 Sekunden spülten und die Flüssigkeit in einen sterilen Behälter ausspuckten, war die Rate positiver Proben höher als bei Nasopharynxabstrichen (Guo 2020). Diese Art der Probengewinnung ist wahrscheinlich für den Untersucher weniger gefährlich.

Das Virus kommt auch im Magen-Darm-Trakt vor. Zwar wurden bislang wurden noch keine Fälle einer fäkal-oralen Übertragung gemeldet, allerdings gibt es mittlerweile diverse Untersuchungen an Stuhlproben. Eine größere Studie aus Zhuhai/China zeigte, dass SARS-CoV-2-Virus-RNA in Stuhlproben lange nachweisbar bleibt. Unter insgesamt 41/74 (55%) Patienten mit positiven Stuhlproben blieben die Proben im Mittel 27,9 Tage nach nach den ersten Symptomen positiv, in den Atemwegen dagegen nur 16,7 Tage (Wu 2020). Bei insgesamt 22/133 Patienten mit negativen Pharyngealabstrichen wurde SARS-CoV-2 auch später noch im Sputum (bis zu 39 Tage) oder im Stuhl (13 Tage) nachgewiesen (Chen 2020). Solche Studien werfen mehrere Fragen auf: ob Patienten mit negativen Nasopharynxabstrichen wirklich als negativ zu betrachten sind oder ob noch woanders Abstriche entnommen werden müssen. Andere Experten sehen den Nachweis von alleiniger RNA – vor allem im Stuhl – als nicht relevant an, da unklar ist, ob es sich um infektionsfähiges Virus handelt. In einer kleinen Studie fand sich trotz hoher RNA-Konzentration kein infektiöses Virus im Stuhl (Wölfel 2020).

Im Blut wird SARS-CoV-2 selten nachgewiesen (Wang 2020, Wölfel 2020). Das Übertragungsrisiko durch Transfusionen dürfte niedrig sein. In einer Studie an 2.430 Blutspenden in Wuhan wurden Plasmaproben von insgesamt 4 asymptomatischen Spendern als positiv für virale RNA detektiert (Kwon 2020). Eine andere Studie aus Korea fand sieben asymptomatische Blutspender, die später als COVID-19-bestätigte Fälle identifiziert wurden. Keiner der neun Empfänger von Thrombozyten oder Erythrozyten-Konzentraten wurde positiv auf SARS-CoV-2-RNA getestet. Eine Transfusionsübertragung von SARS-CoV-2 wurde als unwahrscheinlich angesehen (Chang 2020). Wie bei den Stuhlproben bleibt unklar, ob nachweisbare RNA im Blut letztlich auch Infektiosität bedeutet.

PCR

Verschiedene Labor-Tests auf qPCR-Basis sind verfügbar. Labore verwenden weltweit unterschiedlicher Primer, die auf verschiedene Genabschnitte (meist RdRp) abzielen, eine ausführliche Übersicht über die verschiedenen Assays findet sich bei Löffelholz 2020. Ein Protokoll für PCR-Assays zum Nachweis von SARS-CoV-2 für zwei RdRp-Targets (IP2 und IP4) ist unter https://www.who.int/docs/default-source/coronaviruse beschrieben /real-time-rt-pcr-assays-for-the-detection-of-sars-cov-2-institut-pasteur-paris.pdf?sfvrsn=3662fcb6_2

Neuartige Assays, die auf die RNA-abhängigen RNA-Polymerase- (RdRp) / Helikase-, Spike- und Nucleocapsid-Gene von SARS-CoV-2 abzielen, könnten zur Verbesserung der Labordiagnose von COVID-19 beitragen. Im Vergleich zu den in den meisten europäischen Laboratorien verwendeten RdRp-P2-Assay reagieren diese Assays in der Zellkultur nicht mit SARS-CoV und sind möglicherweise empfindlicher und spezifischer (Chan 2020).

Zu beachten ist, dass die Nachweisgrenze auch der verfügbaren, viel verwendenten PCR-Assays erheblich abweicht. In einer Studie unterschied sich die Nachweisgrenze um das bis zu 16-fache (Wang 2020). Hier besteht noch Verbesserungsbedarf.

Qualitative PCR

Eine qualitative PCR (“positiv oder negativ”) reicht in der Regel in der Routinediagnostik aus. Eine Quantifizierung der viralen RNA ist derzeit (noch) nur von akademischem Interesse. Mehrere Studien haben gezeigt, dass auch asymptomatische Patienten PCR-positiv sein und das Virus übertragen können (Bai 2020, Cereda 2020, Rothe 2020). Auch prä-symptomatische Patienten (die noch Symptome entwickeln werden) haben oft schon hohe Virusmengen, meist schon etwa 2-3 Tage vor Beginn der Symptome. In einer longitudinalen Studie wurde der Peak bereits 0,7 Tage vor Beginn der Symptome erreicht (He 2020), der Tag mit der höchsten Infektiosität ist also der Tag vor Symptombeginn! Wenn man nicht nur die RNA misst, sondern auch die Menge des tatsächlich infektiösen Virus bestimmt (sehr viel aufwändiger), ist zumindest bei ambulanten, nicht schwer kranken Patienten schon nach 4, spätestens nach 7 Tagen die Infektiösität vorbei.

In einer Kohorte von 113 symptomatischen Patienten betrug die mediane Nachweisdauer von SARS-CoV-2-RNA insgesamt 17 Tage (Interquartile 13-22 Tage), gemessen jeweils ab Krankheitsbeginn. Bei einigen Patienten war die PCR noch länger positiv: Vor allem männliches Geschlecht und ein schwerer Verlauf (invasive mechanische Beatmung) waren dafür unabhängige Risikofaktoren (Xu 2020).

Falsch-positive Ergebnisse sind selten. Das Hauptproblem jeder qualitativen PCR sind vor allem die falsch-negativen Befunde. Sie haben viele Ursachen, die bei der Interpretation berücksichtigt werden müssen. Vor allem inkorrekte Durchführung der Abstriche ist häufig, aber auch Laborfehler kommen durchaus vor.

Für Aufsehen sorgten zuletzt immer wieder Berichte von Patienten, die nach sogar wiederholt negativer PCR und klinischer Rekonvaszenz erneut positive Ergebnisse aufwiesen (Lan 2020, Xiao 2020, Yuan 2020). Reaktivierungen oder Reinfektionen wurden befürchtet (siehe klinisches Kapitel), sind aber eher unwahrscheinlich. Die Ergebnisse sind eher auf methodische Probleme zurückzuführen (Li 2020). Gerade bei niedrigen Virusmengen kann die Viruslast gerade am Ende einer Infektion fluktuieren und in einem rein qualitativen Test mal nachweisbar sein, manchmal nicht (Wölfel 2020). Für Coronaviren wären eine Reaktivierung, aber auch so rasche Neuinfektionen sehr ungewöhnlich.

Normalerweise ist die PCR bei Symptomen positiv, ihre Sensitivität liegt allerdings nur bei 80-90%. Gerade am Anfang der Infektion ist nicht bei allen Patienten gerade in Nasopharynxabstrichen sofort und immer Virus nachweisbar. So wurde von mehreren Patienten berichtet, bei denen eine isolierte Infektion der unteren Atemwege vorlag (Hao 2020, Xie 2020). Diese Patienten zeigen charakteristische radiologische Merkmale einer COVID-19-Pneumonie und eine anfängliche negative oder schwach positive PCR. In diesen Fällen können Tests auch wiederholt werden, da mit der Zeit die Wahrscheinlichkeit steigt, dass SARS-CoV-2 im Nasopharynx vorhanden ist.

Quantifizierung der Viruslast

Mehrere Studien haben die SARS-CoV-2-Viruslast in verschiedenen Proben untersucht. In einer prospektiven Studie in Nasen- und Rachenabstrichen von 18 Patienten wurden höhere Viruslasten vor allem kurz Symptombeginn beobachtet (Zou 2020). Bei dem einzigen Patienten, der über den gesamten Zeitraum asymptomatisch blieb, wurde allerdings ebenfalls eine hohe Viruslast nachgewiesen. Man kann also nicht darauf vertrauen, dass diese Patienten weniger infektiös sind.

In einer anderen Studie an 82 infizierten Personen erreichte die Viruslast in Rachenabstrich- und Sputumproben etwa 5 bis 6 Tage nach Auftreten der Symptome einen Höchstwert und lag in dieser Zeit im Median bei 79.900 Kopien/ml im Rachen und 752.000 Kopien/ml im Sputum (Pan 2020). Auch eine andere Studie fand kurz nach Symptombeginn die höchste Viruslast in oropharyngealen Speichelproben (To 2020). Die mittlere Viruslast im hinteren oropharyngealen Speichel oder anderen Atemwegsproben betrug 5,2 log10 Kopien pro ml (Interquartile 4,1-7,0). In einer weiteren Studie von insgesamt 323 Proben von 76 Patienten lag die durchschnittliche Viruslast im Sputum (17.429 Kopien) signifikant höher als in Rachenabstrichen (2.552 Kopien) und Nasenabstrichen (651 Kopien). Die Viruslast war bei schweren Verläufen um etwa eine Logstufe höher als bei milderen Verläufen (Yu 2020). Eine neuere Untersuchung, in der longitudinal Abstriche entnommen und quantifiziert wurden, fand die höchsten Virusmengen sogar schon kurz vor Beginn der Symptome (He 2020, siehe oben).

Einige Studien haben versucht, eine Korrelation zwischen Viruslast und Schwere der Erkrankung herzustellen. In einer kleinen Untersuchung fand sich bei milderen Verläufen eine raschere virale Clearance. Um die Rolle der SARS-CoV-2-Viruslast als Marker für Schwere und Prognose der Erkrankung zu verwenden, sind aber in jedem Fall größere Studien notwendig.

Diagnose bei Mangel an PCR-Testkits

Das wichtigste Ziel ist, soviele Infektionen wie möglich zu erkennen. In vielen Ländern besteht jedoch ein erheblicher Mangel an ausreichenden PCR-Testkits. Oft werden deshalb gepoolte Proben verwendet, um Material zu sparen. Dabei werden mehrere Proben zusammen analysiert – und nur einzeln untersucht, wenn eine solche gepoolte Probe positiv ist.

Einige Studien sind der Frage nachgegangen, ob die Diagnose in Hochprävalenz-Zeiten und –Ländern nicht zur Not auch ohne PCR-Nachweis gestellt werden kann. So suchte eine große retrospektive Fall-Kontroll-Studie aus Singapur nach Prädiktoren für eine SARS-CoV-2-Infektion. Berücksichtigt wurden Expositionsrisikofaktoren (Kontakt mit infizierten Personen, Reisen in Risikogebiete etc.), demografische Variablen, klinische Befunde und Tests (Sun 2020). Ergebnis: Sogar dann, wenn keine Expositionsrisikofaktoren und/oder radiologische Hinweise vorlagen, konnten allein die klinischen Befunde Personen mit einem hohen COVID-19-Risiko identifizieren. Niedrige Leukozyten, niedrige Lymphozyten, höhere Körpertemperatur, höhere Atemfrequenz, gastrointestinale Symptome und verminderte Sputumproduktion waren stark mit einem positiven SARS-CoV-2-Test verbunden, in den Modellen wurde die Infektion zum Teil zu über 90% richtig vorhergesagt. Diese vorläufigen Vorhersagemodelle reagieren jedoch sehr empfindlich auf den lokalen epidemiologischen Kontext. Sie machen wahrscheinlich nur Sinn, wenn die Wahrscheinlichkeit einer COVID-19-Erkrankung sehr hoch ist. Mit anderen Worten: Wenn ich auf dem Höhepunkt einer COVID-19-Pandemie einen Patienten mit Fieber, Lymphopenie, unproduktivem Husten und Dyspnoe sehe, kann ich fast sicher sein, dass er auch an COVID-19 erkrankt ist. In Phasen, in denen dies nicht der Fall ist und COVID-19 Patienten nicht die Regel sind, machen diese Modelle weniger Sinn. Deshalb sollte die PCR immer Goldstandard der Diagnose bleiben. Wann immer sie verfügbar ist, sollte sie bevorzugt werden.

Serologie, Antikörpertests

Der Nachweis einer abgelaufenen Infektion durch Antikörper-Tests wird in den kommenden Monaten immer wichtiger (Kurzübersicht: Petherick 2020). Antikörpertests sind aus mehreren Gründen von Bedeutung: Zum einen kann so die tatsächliche Seroprävalenz in der Bevölkerung ermittelt werden. Wieviele Menschen haben sich wirklich infiziert, wieviele sind aus welchen Gründen der PCR-Diagnose entgangen, wieviele Patienten sind asymptomatisch, wie hoch ist die wirkliche Mortalität? Erst mit flächendeckenden Antikörper-Tests (und gut geplanten epidemiologischen Studien) wird man diese Fragen beantworten und die in den jetzigen Berechnungen noch allgegenwärtige Dunkelziffer reduzieren können. Untersuchungen an den verschiedensten Orten weltweit laufen. Mittels Antikörpertests könnten auch menschliche Spender für die Erzeugung therapeutischer Seren identifiziert werden. Vor allem bei Mitarbeitern des Gesundheitswesens ist die Untersuchung schon jetzt sinnvoll, um diejenigen zu identifizieren, die bereits immun sind. Diverse Forschergruppen arbeiten an solchen Tests (Amanat 2020), die ersten sind bereits kommerziell verfügbar.

Wer soll getestet werden? Bei Patienten mit vorheriger, nachgewiesener COVID-19-Erkrankung macht die Testung eigentlich keinen Sinn. Sie kann allerdings trotzdem erfolgen, wenn man zum Beispiel einen Test validieren will. Gerade in der Anfangszeit ist dies wichtig, jeder Test muss sich erst bewähren. Neben den im Gesundheitswesen oder in anderen Berufen mit hohem Übertragungsrisiko kann eine solche Testung aber auch sinnvoll sein, wenn man rückwirkend noch mögliche Kontaktpersonen identifizieren will.

Antikörpertests konzentrieren sich normalerweise auf Antigene (Proteine). Im Fall von SARS-CoV-2 werden verschiedene ELISA-Kits (Enzyme-Linked Immunosorbent Assay) verwendet, die auf rekombinanten Nucleocapsid-Protein und dem Spike-Protein basieren (Löffelholz 2020). Das SARS-CoV-2-Spike-Protein scheint das beste Ziel zu sein – welcher Bestandteil des Proteins dabei der beste ist, ist noch weniger klar. Je einzigartiger der Bestandteil ist, desto geringer ist die Wahrscheinlichkeit einer Kreuzreaktivität mit anderen Coronaviren. Diese führen nicht so selten zu falsch positiven Ergebnissen. Mittels sogenannter Bestätigungstest (meist aufwändige Neutralisationstests) können die falsch positiven Tests reduziert werden.

Auch bei einer hohen Spezifität von 99% (und darüber) ist jedoch gerade in Niedrig-Prävalenz-Gebieten die Aussagekraft begrenzt und von einer hohen Rate falsch positiver Tests auszugehen. Ein Beispiel: Bei einer Spezifität von 99 % ist genau ein Test von 100 Tests positiv. Bei einer hohen Prävalenz ist dies weniger relevant. Wenn man aber eine Population mit niedriger Prävalenz testet, ist die Wahrscheinlichkeit, dass ein positiver Test dann auch wirklich positiv ist (der prädiktive Wert, d.h. die Anzahl der richtig positiven Tests, geteilt durch die Anzahl aller positiven Tests) gering. Bei einer Prävalenz von 1 % läge der Wert nur bei 50%! Aktuelle Zahlen aus Island ergaben in der unselektierten Bevölkerung noch Ende März 2020 eine konstant Rate von nur etwa 0,8% (Gudbjartsson 2020). Auch in scheinbar stärker betroffenen Ländern dürften die Infektionsraten insgesamt nur wenig höher sein. Wenn wir für Deutschland, einem Land mit einer der weltweit größten Zahl an Infektionen, eine Infektionszahl von 133.800 (17. April) annehmen und davon ausgehen, dass die Zahl unentdeckter Infektionen etwa 5 mal so hoch ist, dann liegt die Prävalenz in Deutschland insgesamt bei knapp 1%. Jeder zweite positive Test wäre also selbst bei einer Spezifität von 99% falsch positiv. Eine Antikörper-Screening in der Bevölkerung wird also eine recht hohe Rate an falsch positiven Tests produzieren.

Bis jetzt (Anfang April) gibt es jedoch noch keine serologischen Tests für den Routineeinsatz. Neben den saisonalen Coronaviren, bei denen die Antikörper-Antwort recht schnell verloren geht, gibt es gute Daten für das frühere SARS-CoV, dessen Antikörper-Kinetik und -Profil wahrscheinlich dem von SARS-CoV-2 ziemlich ähnelt (Xiao 2020). So wurden innerhalb der ersten 7 Krankheitstage keine SARS-CoV-Antikörper nachgewiesen. Der IgG-Titer stieg dann etwa um den Tag 15 deutlich an und erreichte am Tag 60 einen Höhepunkt. Er blieb bis zum Tag 180 hoch, um dann innerhalb zweier Jahre allmählich abzunehmen. IgM erreichte um den Tag 15 schnell einen Höhepunkt und war etwa am Tag 180 nicht mehr nachweisbar (Mo 2006). In der Regel ist es so, dass IgM zuerst auftritt und die IgG-Antikörper mit zunehmender Dauer spezifischer und besser werden. IgA-Tests sind weniger zuverlässig. Sie sind zwar sensitiv, oft aber wenig spezifisch (Okba 2020).

Die erste größere Studie zur humoralen Reaktion gegen SARS-CoV-2 zeigte, dass diese durchaus bei der Diagnose hilfreich sein können. In dieser wurden die IgA-, IgM- und IgG-Antikörper mittels eines ELISA-basierten Assays auf das rekombinante virale Nukleokapsid-Protein in 208 Plasmaproben aus 82 bestätigten und 58 wahrscheinlichen Fällen analysiert (Guo 2020). Die mediane Dauer bis zum Nachweis von IgM- und IgA-Antikörpern betrug 5 Tage (IQR 3-6), während IgG an 14 Tagen (Interquartile 10-18) nach Symptombeginn nachgewiesen wurde. Die Detektionsraten lagen bei 85,4%, 92,7% bzw. 77,9%. Die Detektionseffizienz durch den IgM-ELISA war nach 5,5 Tagen nach Auftreten der Symptome sogar höher als die der PCR. Es liessen sich also Diagnosen stellen, die durch die PCR übersehen worden wären! In einer anderen Studie an 173 Patienten betrug die Serokonversionsrate für IgM-Antikörper 82,7% (Median 12 Tage) und für IgG-Antikörper 64,7% (Median 14 Tage). Einer von beiden Antikörpern wurde in 93,1 % nachgewiesen. Ein höherer Antikörpertiter war unabhängig mit der Schwere der Erkrankung verbunden (Zhao 2020).

Man wird erst in den kommenden Monaten sehen, wie die Antikörper-Antwort auf SARS-CoV-2 sich über die Zeit entwickelt und mit einer Immunität korrelliert. Denkbar ist, dass diese Antwort bei einigen Patienten (zum Beispiel mit Immunschwäche) reduziert ist oder sogar ausbleibt.

Radiologie

Computertomographie

Die Computertomographie (CT) kann sowohl bei der Diagnose als auch bei der Beurteilung des Krankheitsausmaßes und der Nachsorge eine Rolle spielen. Chinesischen Studien zufolge weist das Thorax-CT eine relativ hohe Empfindlichkeit für die Diagnose von COVID-19 auf (Ai 2020, Fang 2020). Recht früh wurde in der aktuellen Pandemie klar, dass ein beträchtlicher Teil der subklinischen Patienten bereits schon vor Auftreten der Symptome pathologische Befunde aufweist (Chan 2020, Shi 2020). Bei einigen dieser Patienten, zum Teil sogar noch mit negativer PCR, waren pathologische CT-Befunde vorhanden (Xu 2020). Andererseits kann die Hälfte der Patienten, die später eine CT-morphologisch sichtbare Pneumonie entwickeln, in den ersten 1-2 Tagen nach Auftreten der Symptome noch ein normales CT haben (Bernheim 2020).

Man sollte die Wertigkeit des CTs nicht überschätzen. Die Forderung einiger chinesischer Forscher, das CT als festen Bestandteil mit in die Diagnostik von COVID-19 aufzuehmen, hat zu scharfer Kritik vor allem von Experten aus westlichen Industrieländern geführt. Den chinesischen Studien wurden erhebliche Fehler und Mängel vorgeworfen. Angesichts des hohen Aufwands und auch angesichts des Infektionsrisikos für das Personal lehnen viele Experten das allgemeine CT-Screening bei SARS-CoV-2 infizierten Patienten (oder solchen mit Verdacht) strikt ab (Hope 2020, Raptis 2020). Nach den Empfehlungen der Britischen Radiologie-Gesellschaft, die versuchte, das CT in diagnostische Algorihmen bei der COVID-19-Diagnostik einzubauen, bleibt der Wert des CT unklar – selbst wenn eine PCR negativ oder nicht verfügbar ist (Nair 2020, Rodrigues 2020). Es sollte nur durchgeführt werden, wenn Komplikationen oder Differentialdiagnosen evaluiert werden sollen (Raptis 2020).

In verblindeten Studien versuchten Radiologen aus China und den USA, eine COVID-19-Pneumonie von anderen viralen Pneumonien abzugrenzen. Die Spezifität war recht hoch, die Sensitivität deutlich geringer (Bai 2020). Eine kürzlich durchgeführte Metaanalyse ergab dagegen eine hohe Sensitivität bei geringer Spezifität (Kim 2020). Die Empfindlichkeit der CT wurde durch die Schwere der Erkrankungen, den Anteil der Patienten mit Komorbiditäten und den Anteil der asymptomatischen Patienten beeinflusst. In Gebieten mit geringer Prävalenz hatte das Thorax-CT einen sehr niedrigen positiven Vorhersagewert (1,5-30,7%).

Sofern pathologisch, zeigen Bilder normalerweise eine bilaterale Beteiligung mit mehreren fleckigen oder Milchglas-artigen-Verdichtungen (GGOs, ground-glass opacities im Sinne flauer, rundlicher, zirkulärer Verschattungen) mit subpleuraler Verteilung in mehreren bilateralen Lappen. Gegenüber anderen viralen Pneumonien sind die Läsionen eher peripher verteilt (Bai 2020). Die Läsionen können denen bei SARS und MERS ähneln (Hosseiny 2020, Bernheim 2020).

Eine systematische Analyse von CTs bei 919 Patienten ergab bilaterale, multilobäre Milchglastrübungen als häufigstes Merkmal (Salehi 2020). In dieser Übersicht wurden konsolidierende Veränderungen hauptsächlich bei älteren Menschen gefunden. Verdickte Septen, Bronchiektasien, Pleuraverdickung und subpleurale Beteiligung waren weniger häufig, sie traten eher in den späteren Stadien der Krankheit auf. Pleura- und Perikardergüsse, Lymphadenopathie, Kavitation, CT-Halo-Zeichen und Pneumothorax waren noch seltener (Salehi 2020).

CT-morphologisch folgt die Erkrankung gewissen Mustern. Einige Experten haben vorgeschlagen, die Bildgebung in vier verschiedene Phasen zu unterteilen (Li 2020). In der frühen Phase treten mehrere kleine fleckige Schatten und interstitielle Veränderungen auf (Initialstadium Tag 0-4). In der progressiven Phase (Tag 5-8, “crazy paving”) nehmen die Läsionen zu, entwickeln sich zu mehreren GGOs, die zum Teil von konsolidierenden Läsionen infiltriert werden. In der schweren Phase (Tag 9-13, “peak”) sind massive Lungenkonsolidierungen und „weiße Lungen“ zu sehen, ein Pleuraerguss bleiben selten. In dem Absorptionsstadium (ab Tag 14, “dissipative” Phase) werden die GGOs und Lungenkonsolidierungen vollständig absorbiert und die Läsionen begannen sich fibrotisch umzuwandeln.

In einer Längsschnittstudie, in der 366 serielle CT-Scans bei 90 Patienten mit COVID-19-Pneumonie analysiert wurden, stieg das Ausmaß der Läsionen schnell an und erreichte während der Krankheitstage 6 bis 11 einen Höhepunkt (Wang 2020). Das vorherrschende Muster nach Auftreten der Symptome in dieser Studie war die GGOs (45-62%). Mit fortschreitender Lungenentzündung vergrößern sich die betroffenen Bereiche und entwickeln sich innerhalb weniger Tage zu diffusen Konsolidierungen in beiden Lungen (Guan 2020).

Die meisten entlassenen Patienten hatten bei den letzten CT-Scans noch eine Resterkrankung (Wang 2020). Studien mit längerer Nachbeobachtungszeit sind erforderlich, um das Ausmaß langfristiger oder gar dauerhafter Lungenschäden einschließlich Fibrose zu ermitteln, wie sie von SARS- und MERS-Infektionen bekannt sind. Postinfektiöse Lungenfibrosen können auch nach der Genesung zu Lungenfunktionsstörungen und einer Verschlechterung der Lebensqualität führen. Es sind also dringend weitere Studien erforderlich, um die Langzeitschäden zu untersuchen – aber eben auch, welche Bedeutung das CT für die Beurteilung des Krankheitsverlaufs eigentlich hat (Lee 2020).

Klar ist, dass das Thorax-CT nicht bei allen COVID-19-Patienten zu empfehlen ist. Insbesondere bei Patienten mit gutem Allgemeinzustand oder auch mit kurzem Krankheitsverlauf (unterhalb 2 Tage) sollte es vermieden werden, um Ressourcen zu sparen und das Personal in der radiologischen Abteilung nicht unnötigen Risiken auszusetzen. Es gibt gute Reviews zur Prävention und Bekämpfung der COVID-19-Epidemie in der radiologischen Abteilung (An 2020).

Ultraschall und PET

Einige Experten haben postuliert, dass auch Lungenultraschall (LUS) in der Diagnostik hilfreich sein könnte; er ermöglicht die gleichzeitige Durchführung einer klinischen Untersuchung und Lungenbildgebung am Krankenbett durch denselben Arzt (Buonsenso 2020, Soldati 2020). Mögliche Vorteile sind Portabilität, Bewertung am Krankenbett, Sicherheit und die Möglichkeit, die Untersuchung während der Nachsorge zu wiederholen. Erfahrungen insbesondere aus Italien mit Lungenultraschall als Hilfsmittel zeigten, dass die Zahl der Röntgen und CT-Untersuchungen reduziert werden könnte. Es wurde ein Punktbewertungssystem vorgeschlagen, das Region und Ultraschallmuster bewertet (Vetrugno 2020). Die diagnostische und prognostische Rolle von LUS bei COVID-19 ist jedoch unklar. Ob es einen potenziellen klinischen Nutzen anderer bildgebender Verfahren wie der 18F-FDG-PET/CT-Bildgebung bei der Differentialdiagnose komplexer Fälle gibt, ist ebenfalls unsicher (Deng 2020, Qui 2020).

Bibliographie

Ai T, Yang Z, Hou H, et al. Correlation of Chest CT and RT-PCR Testing in Coronavirus Disease 2019 (COVID-19) in China: A Report of 1014 Cases. Radiology. 2020 Feb 26:200642. PubMed: https://pubmed.gov/32101510. Full-text: https://doi.org/10.1148/radiol.2020200642

Amanat F, Nguyen T, Chromikova V, et al. Serological assay to detect SARS-CoV-2 seroconversion in humans. Full-text: https://doi.org/10.1101/2020.03.17.20037713

An P, Ye Y, Chen M, Chen Y, Fan W, Wang Y. Management strategy of novel coronavirus (COVID-19) pneumonia in the radiology department: a Chinese experience. Diagn Interv Radiol. 2020 Mar 25. PubMed: https://pubmed.gov/32209526. Full-text: https://doi.org/10.5152/dir.2020.20167

Bai HX, Hsieh B, Xiong Z, et al. Performance of radiologists in differentiating COVID-19 from viral pneumonia on chest CT. Radiology. 2020:200823. [PMID: 32155105] doi:10.1148/radiol.2020200823

Bai HX, Hsieh B, Xiong Z, et al. Performance of radiologists in differentiating COVID-19 from viral pneumonia on chest CT. Radiology. 2020 Mar 10:200823. Full-text: https://doi.org/10.1148/radiol.2020200823

Bai Y, Yao L, Wei T, et al. Presumed Asymptomatic Carrier Transmission of COVID-19. JAMA. 2020 Feb 21. PubMed: https://pubmed.gov/32083643. Full-text: https://doi.org/10.1001/jama.2020.2565

Bernheim A, Mei X, Huang M, Yang Y, et al. Chest CT Findings in Coronavirus Disease-19 (COVID-19): Relationship to Duration of Infection. Radiology. 2020 Feb 20:200463. https://doi.org/10.1148/radiol.2020200463.

Buonsenso D, Pata D, Chiaretti A. COVID-19 outbreak: less stethoscope, more ultrasound. Lancet Respir Med. 2020 Mar 20. PubMed: https://pubmed.gov/32203708. Full-text: https://doi.org/10.1016/S2213-2600(20)30120-X

Cereda D, Tirani M, Rovida F, et al. The early phase of the COVID-19 outbreak in Lombardy, Italy. https://arxiv.org/ftp/arxiv/papers/2003/2003.09320.pdf. Accessed 27 March 2020.

Chan JF, Yip CC, To KK, et al. Improved molecular diagnosis of COVID-19 by the novel, highly sensitive and specific COVID-19-RdRp/Hel real-time reverse transcription-polymerase chain reaction assay validated in vitro and with clinical specimens. J Clin Microbiol. 2020 Mar 4. PubMed: https://pubmed.gov/32132196. Full-text: https://doi.org/10.1128/JCM.00310-20

Chan JF, Yuan S, Kok KH, et al. A familial cluster of pneumonia associated with the 2019 novel coronavirus indicating person-to-person transmission: a study of a family cluster. Lancet. 2020 Feb 15;395(10223):514-523. PubMed: https://pubmed.gov/31986261. Full-text: https://doi.org/10.1016/S0140-6736(20)30154-9

Chang L, Zhao L, Gong H, Wang L, Wang L. Severe Acute Respiratory Syndrome Coronavirus 2 RNA Detected in Blood Donations. Emerg Infect Dis. 2020 Apr 3;26(7). PubMed: https://pubmed.gov/32243255. Full-text: https://doi.org/10.3201/eid2607.200839

Chen C, Gao G, Xu Y, et al. SARS-CoV-2–Positive Sputum and Feces After Conversion of Pharyngeal Samples in Patients With COVID-19. Ann Intern Med. 2020, March 30. Full-text: https://annals.org/aim/fullarticle/2764036/sars-cov-2-positive-sputum-feces-after-conversion-pharyngeal-samples

Cheng MP, Papenburg J, Desjardins M, et al. Diagnostic Testing for Severe Acute Respiratory Syndrome-Related Coronavirus-2: A Narrative Review. Ann Intern Med. 2020 Apr 13. pii: 2764737. PubMed: https://pubmed.gov/32282894. Full-text: https://doi.org/10.7326/M20-1301.

Corman VM, Landt O, Kaiser M, et al. Detection of 2019 novel coronavirus (2019-nCoV) by real-time RT-PCR. Euro Surveill. 2020 Jan;25(3). PubMed: https://pubmed.gov/31992387. Full-text: https://doi.org/10.2807/1560-7917.ES.2020.25.3.2000045

Deng Y, Lei L, Chen Y, Zhang W. The potential added value of FDG PET/CT for COVID-19 pneumonia. Eur J Nucl Med Mol Imaging. 2020 Mar 21. PubMed: https://pubmed.gov/32198615. Full-text: https://doi.org/10.1007/s00259-020-04767-1

Fang Y, Zhang H, Xie J, et al. Sensitivity of Chest CT for COVID-19: Comparison to RT-PCR. Radiology. 2020 Feb 19:200432. PubMed: https://pubmed.gov/32073353. Full-text: https://doi.org/10.1148/radiol.2020200432

Guan W, Liu J, Yu C. CT Findings of Coronavirus Disease (COVID-19) Severe Pneumonia. AJR Am J Roentgenol. 2020 Mar 24:W1-W2. PubMed: https://pubmed.gov/32208010. Full-text: https://doi.org/10.2214/AJR.20.23035

Gudbjartsson DF, Helgason A, Jonsson H, et al. Spread of SARS-CoV-2 in the Icelandic Population. N Engl J Med. 2020 Apr 14. PubMed: https://pubmed.gov/32289214. Full-text: https://doi.org/10.1056/NEJMoa2006100.

Guo L, Ren L, Yang S, et al. Profiling Early Humoral Response to Diagnose Novel Coronavirus Disease (COVID-19). Clin Infect Dis. 2020 Mar 21. PubMed: https://pubmed.gov/32198501. Full-text: https://doi.org/10.1093/cid/ciaa310

Guo WL, Jiang Q, Ye F, et al. Effect of throat washings on detection of 2019 novel coronavirus. Clin Infect Dis. 2020 Apr 9. pii: 5818370. PubMed: https://pubmed.gov/32271374. Full-text: https://doi.org/10.1093/cid/ciaa416.

Hao W. Clinical Features of Atypical 2019 Novel Coronavirus Pneumonia with an initially Negative RT-PCR Assay. J Infect. 2020 Feb 21. PubMed: https://pubmed.gov/32092387. Full-text: https://doi.org/10.1016/j.jinf.2020.02.008

He X, Lau EHY, Wu P, et al. Temporal dynamics in viral shedding and transmissibility of COVID-19. Nat Med. 2020 Apr 15. pii: 10.1038/s41591-020-0869-5. PubMed: https://pubmed.gov/32296168. Full-text: https://doi.org/10.1038/s41591-020-0869-5.

Hope MD, Raptis CA, Henry TS. Chest Computed Tomography for Detection of Coronavirus Disease 2019 (COVID-19): Don´t Rush the Science. Ann Intern Med. 2020 Apr 8. pii: 2764546. PubMed: https://pubmed.gov/32267912. Full-text: https://doi.org/10.7326/M20-1382.

Hosseiny M, Kooraki S, Gholamrezanezhad A, Reddy S, Myers L. Radiology Perspective of Coronavirus Disease 2019 (COVID-19): Lessons From Severe Acute Respiratory Syndrome and Middle East Respiratory Syndrome. AJR Am J Roentgenol. 2020 Feb 28:1-5. PubMed: https://pubmed.gov/32108495. Full-text: https://doi.org/10.2214/AJR.20.22969

Huang Y, Chen S, Yang Z, et al. SARS-CoV-2 Viral Load in Clinical Samples of Critically Ill Patients. Am J Respir Crit Care Med. 2020 Apr 15. PubMed: https://pubmed.gov/32293905. Full-text: https://doi.org/10.1164/rccm.202003-0572LE

Kwon SY, Kim EJ, Jung YS, Jang JS, Cho NS. Post-donation COVID-19 identification in blood donors. Vox Sang. 2020 Apr 2. PubMed: https://pubmed.gov/32240537. Full-text: https://doi.org/10.1111/vox.12925

Lan L, Xu D, Ye G, et al. Positive RT-PCR Test Results in Patients Recovered From COVID-19. JAMA. 2020 Feb 27. PubMed: https://pubmed.gov/32105304. Full-text: https://doi.org/10.1001/jama.2020.2783

Lee EYP, Ng MY, Khong PL. COVID-19 pneumonia: what has CT taught us? Lancet Infect Dis. 2020 Apr;20(4):384-385. PubMed: https://pubmed.gov/32105641. Full-text: https://doi.org/10.1016/S1473-3099(20)30134-1

Li M, Lei P, Zeng B, et al. Coronavirus Disease (COVID-19): Spectrum of CT Findings and Temporal Progression of the Disease. Acad Radiol. 2020 Mar 20. pii: S1076-6332(20)30144-6. PubMed: https://pubmed.gov/32204987. Full-text: https://doi.org/10.1016/j.acra.2020.03.003

Li Y, Xia L. Coronavirus Disease 2019 (COVID-19): Role of Chest CT in Diagnosis and Management. AJR Am J Roentgenol. 2020 Mar 4:1-7. PubMed: https://pubmed.gov/32130038. Full-text: https://doi.org/10.2214/AJR.20.22954

Li Y, Yao L, Li J, et al. Stability issues of RT-PCR testing of SARS-CoV-2 for hospitalized patients clinically diagnosed with COVID-19. J Med Virol. 2020 Mar 26. PubMed: https://pubmed.gov/32219885. Full-text: https://doi.org/10.1002/jmv.25786

Liu Y, Yan LM, Wan L, et al. Viral dynamics in mild and severe cases of COVID-19. Lancet Infect Dis. 2020 Mar 19. PubMed: https://pubmed.gov/32199493. Full-text: https://doi.org/10.1016/S1473-3099(20)30232-2

Loeffelholz MJ, Tang YW. Laboratory diagnosis of emerging human coronavirus infections – the state of the art. Emerg Microbes Infect. 2020 Dec;9(1):747-756. PubMed: https://pubmed.gov/32196430. Full-text: https://doi.org/10.1080/22221751.2020.1745095

Mo H, Zeng G, Ren X, et al. Longitudinal profile of antibodies against SARS-coronavirus in SARS patients and their clinical significance. Respirology. 2006 Jan;11(1):49-53. PubMed: https://pubmed.gov/16423201. Full-text: https://doi.org/10.1111/j.1440-1843.2006.00783.x

Nair A, Rodrigues JCL, Hare S, et al. A British Society of Thoracic Imaging statement: considerations in designing local imaging diagnostic algorithms for the COVID-19 pandemic. Clin Radiol. 2020 May;75(5):329-334. PubMed: https://pubmed.gov/32265036. Full-text: https://doi.org/10.1016/j.crad.2020.03.008.

Okba NMA, Muller MA, Li W, et al. Severe Acute Respiratory Syndrome Coronavirus 2-Specific Antibody Responses in Coronavirus Disease 2019 Patients. Emerg Infect Dis. 2020 Apr 8;26(7). PubMed: https://pubmed.gov/32267220.

Pan Y, Long L, Zhang D, et al. Potential false-negative nucleic acid testing results for Severe Acute Respiratory Syndrome Coronavirus 2 from thermal inactivation of samples with low viral loads. Clin Chem. 2020 Apr 4. pii: 5815979. PubMed: https://pubmed.gov/32246822. Full-text: https://doi.org/10.1093/clinchem/hvaa091

Pan Y, Zhang D, Yang P, Poon LLM, Wang Q. Viral load of SARS-CoV-2 in clinical samples. Lancet Infect Dis. 2020 Feb 24. PubMed: https://pubmed.gov/32105638. Full-text: https://doi.org/10.1016/S1473-3099(20)30113-4

Petherick A. Developing antibody tests for SARS-CoV-2. Lancet. 2020 Apr 4;395(10230):1101-1102. PubMed: https://pubmed.gov/32247384. Full-text: https://doi.org/10.1016/S0140-6736(20)30788-1

Qin C, Liu F, Yen TC, Lan X. (18)F-FDG PET/CT findings of COVID-19: a series of four highly suspected cases. Eur J Nucl Med Mol Imaging. 2020 Feb 22. PubMed: https://pubmed.gov/32088847. Full-text: https://doi.org/10.1007/s00259-020-04734-w

Qiu L, Liu X, Xiao M, et al. SARS-CoV-2 is not detectable in the vaginal fluid of women with severe COVID-19 infection. Clin Infect Dis 2020, April 2. Full-text: https://doi.org/10.1093/cid/ciaa375

Raptis CA, Hammer MM, Short RG, et al. Chest CT and Coronavirus Disease (COVID-19): A Critical Review of the Literature to Date. AJR Am J Roentgenol. 2020 Apr 16:1-4. PubMed: https://pubmed.gov/32298149. Full-text: https://doi.org/10.2214/AJR.20.23202

Rodrigues JCL, Hare SS, Edey A, et al. An update on COVID-19 for the radiologist – A British society of Thoracic Imaging statement. Clin Radiol. 2020 May;75(5):323-325. PubMed: https://pubmed.gov/32216962. Full-text: https://doi.org/10.1016/j.crad.2020.03.003

Rothe C, Schunk M, Sothmann P, et al. Transmission of 2019-nCoV Infection from an Asymptomatic Contact in Germany. N Engl J Med. 2020 Mar 5;382(10):970-971. PubMed: https://pubmed.gov/32003551. Full-text: https://doi.org/10.1056/NEJMc2001468

Saito M, Adachi E, Yamayoshi S, et al. Gargle lavage as a safe and sensitive alternative to swab samples to diagnose COVID-19: a case report in Japan. Clin Infect Dis. 2020 Apr 2. pii: 5815296. PubMed: https://pubmed.gov/32241023. Full-text: https://doi.org/10.1093/cid/ciaa377

Salehi S, Abedi A, Balakrishnan S, Gholamrezanezhad A. Coronavirus Disease 2019 (COVID-19): A Systematic Review of Imaging Findings in 919 Patients. AJR Am J Roentgenol. 2020 Mar 14:1-7. PubMed: https://pubmed.gov/32174129. Full-text: https://doi.org/10.2214/AJR.20.23034

Scorzolini L, Corpolongo A, Castilletti C, Lalle E, Mariano A, Nicastri E. Comment of the potential risks of sexual and vertical transmission of Covid-19 infection. Clin Infect Dis. 2020 Apr 16. pii: 5820874. PubMed: https://pubmed.gov/32297915. Full-text:  https://doi.org/10.1093/cid/ciaa445

Shi H, Han X, Jiang N, et al. Radiological findings from 81 patients with COVID-19 pneumonia in Wuhan, China: a descriptive study. Lancet Infect Dis. 2020 Apr;20(4):425-434. PubMed: https://pubmed.gov/32105637. Full-text: https://doi.org/10.1016/S1473-3099(20)30086-4

Soldati G, Smargiassi A, Inchingolo R, et al. Is there a role for lung ultrasound during the COVID-19 pandemic? J Ultrasound Med. 2020 Mar 20. PubMed: https://pubmed.gov/32198775. Full-text: https://doi.org/10.1002/jum.15284

Song C, Wang Y, Li W, et al. Absence of 2019 Novel Coronavirus in Semen and Testes of COVID-19 Patients. Biol Reprod. 2020 Apr 16. pii: 5820830. PubMed: https://pubmed.gov/32297920. Full-text: https://doi.org/10.1093/biolre/ioaa050

Sun Y, Koh V, Marimuthu K, et al. Epidemiological and Clinical Predictors of COVID-19. Clin Infect Dis. 2020 Mar 25. pii: 5811426. PubMed: https://pubmed.gov/32211755. Full-text: https://doi.org/10.1093/cid/ciaa322

To KK, Tsang OT, Leung WS, et al. Temporal profiles of viral load in posterior oropharyngeal saliva samples and serum antibody responses during infection by SARS-CoV-2: an observational cohort study. Lancet Infect Dis. 2020 Mar 23. pii: S1473-3099(20)30196-1. PubMed: https://pubmed.gov/32213337. Full-text: https://doi.org/10.1016/S1473-3099(20)30196-1

Vetrugno L, Bove T, Orso D, et al. Our Italian Experience Using Lung Ultrasound for Identification, Grading and Serial Follow-up of Severity of Lung Involvement for Management of Patients with COVID-19. Echocardiography. 2020 Apr 1. PubMed: https://pubmed.gov/32239532. Full-text: https://doi.org/10.1111/echo.14664

Wang W, Xu Y, Gao R, et al. Detection of SARS-CoV-2 in Different Types of Clinical Specimens. JAMA. 2020 Mar 11. pii: 2762997. PubMed: https://pubmed.gov/32159775. Full-text: https://doi.org/10.1001/jama.2020.3786

Wang X, Yao H, Xu X, et al. Limits of Detection of Six Approved RT-PCR Kits for the Novel SARS-coronavirus-2 (SARS-CoV-2). Clin Chem. 2020 Apr 13. pii: 5819547. PubMed: https://pubmed.gov/32282874.

Wang Y, Dong C, Hu Y, et al. Temporal Changes of CT Findings in 90 Patients with COVID-19 Pneumonia: A Longitudinal Study. Radiology. 2020 Mar 19:200843. PubMed: https://pubmed.gov/32191587. Full-text: https://doi.org/10.1148/radiol.2020200843

Wolfel R, Corman VM, Guggemos W, et al. Virological assessment of hospitalized patients with COVID-2019. Nature. 2020 Apr 1. pii: 10.1038/s41586-020-2196-x. PubMed: https://pubmed.gov/32235945. Full-text: https://doi.org/10.1038/s41586-020-2196-x

Wu Y, Guo C, Tang L, et al. Prolonged presence of SARS-CoV-2 viral RNA in faecal samples. Lancet Gastroenterol Hepatol. 2020 Mar 19. pii: S2468-1253(20)30083-2. PubMed: https://pubmed.gov/32199469. Full-text: https://doi.org/10.1016/S2468-1253(20)30083-2

Xia J, Tong J, Liu M, Shen Y, Guo D. Evaluation of coronavirus in tears and conjunctival secretions of patients with SARS-CoV-2 infection. J Med Virol. 2020;1-6. https://doi.org/10.1002/jmv.25725.

Xiao AT, Tong YX, Zhang S. False-negative of RT-PCR and prolonged nucleic acid conversion in COVID-19: Rather than recurrence. J Med Virol. 2020 Apr 9. PubMed: https://pubmed.gov/32270882. Full-text: https://doi.org/10.1002/jmv.25855

Xiao DAT, Gao DC, Zhang DS. Profile of Specific Antibodies to SARS-CoV-2: The First Report. J Infect. 2020 Mar 21. pii: S0163-4453(20)30138-9. PubMed: https://pubmed.gov/32209385. Full-text: https://doi.org/10.1016/j.jinf.2020.03.012

Xie X, Zhong Z, Zhao W, Zheng C, Wang F, Liu J. Chest CT for Typical 2019-nCoV Pneumonia: Relationship to Negative RT-PCR Testing. Radiology. 2020 Feb 12:200343. PubMed: https://pubmed.gov/32049601. Full-text: https://doi.org/10.1148/radiol.2020200343

Xu J, Wu R, Huang H, et al. Computed Tomographic Imaging of 3 Patients With Coronavirus Disease 2019 Pneumonia With Negative Virus Real-time Reverse-Transcription Polymerase Chain Reaction Test. Clin Infect Dis. 2020 Mar 31. pii: 5814104. PubMed: https://pubmed.gov/32232429. Full-text: https://doi.org/10.1093/cid/ciaa207

Xu K, Chen Y, Yuan J, et al. Factors associated with prolonged viral RNA shedding in patients with COVID-19. Clin Infect Dis. 2020 Apr 9. pii: 5818308. PubMed: https://pubmed.gov/32271376. Full-text: https://doi.org/10.1093/cid/ciaa351

Yu F, Yan L, Wang N, et al. Quantitative Detection and Viral Load Analysis of SARS-CoV-2 in Infected Patients. Clin Infect Dis. 2020 Mar 28. PubMed: https://pubmed.gov/32221523. Full-text: https://doi.org/10.1093/cid/ciaa345

Yuan J, Kou S, Liang Y, Zeng J, Pan Y, Liu L. PCR Assays Turned Positive in 25 Discharged COVID-19 Patients. Clin Infect Dis. 2020 Apr 8. pii: 5817588. PubMed: https://pubmed.gov/32266381. Full-text: https://doi.org/10.1093/cid/ciaa398

Zhao J, Yuan Q, Wang H, et al. Antibody responses to SARS-CoV-2 in patients of novel coronavirus disease 2019. Clin Infect Dis. 2020 Mar 28. PubMed: https://pubmed.gov/32221519. Full-text: https://doi.org/10.1093/cid/ciaa344

Zou L, Ruan F, Huang M, et al. SARS-CoV-2 Viral Load in Upper Respiratory Specimens of Infected Patients. N Engl J Med. 2020 Mar 19;382(12):1177-1179. PubMed: https://pubmed.gov/32074444. Full-text: https://doi.org/10.1056/NEJMc2001737