Esami e procedure diagnostiche

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Di Bernd Sebastian Kamps
& Christian Hoffmann

Diagnosi

La rapidità del processo di identificazione e isolamento delle persone infette è cruciale. La diagnosi viene effettuata utilizzando le caratteristiche cliniche, di laboratorio e radiologiche. Poiché i sintomi e i reperti radiologici di COVID-19 non sono specifici, l’infezione da SARS-CoV-2 deve essere confermata dalla reazione a catena della polimerasi (Polymerase Chain Reaction o PCR), amplificando una specifica sequenza genetica nel virus. Entro pochi giorni dalla pubblicazione dei primi casi, è stata definita una procedura diagnostica validata per SARS-CoV-2 (Corman 2020), a dimostrazione dell’enorme capacità di risposta ottenuta attraverso il coordinamento di laboratori accademici e pubblici nelle reti di ricerca nazionali ed europee.

Esiste una guida ad interim per la diagnosi di laboratorio dei casi umani sospetti di malattia da coronavirus (COVID-19), pubblicata dall’OMS il 19 marzo 2020 (WHO 2020). Varie revisioni aggiornate e complete delle tecniche di laboratorio nella diagnosi della SARS CoV-2 sono state pubblicate recentemente (Chen 2020, Loffelholz 2020).

In contesti con risorse limitate, nessuna capacità diagnostica deve essere sprecata. È importante sottolineare che i pazienti devono essere sottoposti al test solo se un risultato positivo si traduce in un’azione necessaria. Non è questo il caso nei seguenti esempi:

  • Le persone giovani che hanno avuto contatti con una persona infetta qualche giorno prima, che hanno sintomi lievi o moderati e vivono da sole non hanno bisogno di test PCR, anche se hanno la febbre. Devono restare in quarantena domestica, o in congedo per malattia se necessario, almeno per 14 giorni dopo l’insorgenza dei sintomi. Un test può essere utile solo per chiarire se possono lavorare in ospedale o in altre strutture sanitarie dopo la quarantena. Alcune autorità richiedono almeno un test negativo (rinofaringeo) prima di ricominciare a lavorare (oltre ad almeno 48 ore in assenza di sintomi).
  • Una coppia che ritorna da un luogo considerato un focolaio dell’epidemia e sente la gola irritata. Dato che dovrebbero rimanere in quarantena comunque, ancora una volta, non sono necessari test.
  • Una famiglia di quattro persone con tipici sintomi COVID-19. È sufficiente testare una sola persona (sintomatica). Se il test è positivo, non è necessario testare gli altri contatti domestici, purché rimangano a casa.

Queste decisioni non sono facili da comunicare, in particolare a pazienti spaventati e preoccupati.

In altre situazioni, tuttavia, un test deve essere immediatamente eseguito e ripetuto se necessario, soprattutto per il personale medico con sintomi, ma anche, ad esempio, nelle case di cura, al fine di identificare un focolaio il più rapidamente possibile.

Anche se ci sono raccomandazioni costantemente aggiornate da parte delle autorità e delle istituzioni del sistema sanitario del paese su chi debba essere testato da chi e quando, essendo queste in costante evoluzione, devono essere continuamente adattate alla situazione epidemiologica locale. Con la riduzione dei tassi di infezione e l’aumento delle capacità di eseguire i test, un numero maggiore di pazienti sarà sicuramente in grado di essere esaminato in futuro e l’indicazione per eseguire un test sarà ampliata.

Raccolta dei campioni

SARS-CoV-2 può essere rilevato in diversi tessuti e fluidi corporei. In uno studio su 1.070 campioni raccolti da 205 pazienti con COVID-19, i campioni di liquido di lavaggio broncoalveolare hanno mostrato i più alti tassi positivi (14 su 15; 93%), seguiti dall’espettorato (72 di 104; 72%), tamponi nasali (5 di 8; 63%), biopsia broncoscopica mediante raschiamento (6 su 13; 46%), tamponi faringei (126 su 398; 32%), feci (44 su 153; 29%) e sangue (3 su 307; 1%). Nessuno dei 72 campioni di urina è risultato positivo (Wang 2020). Il virus non è stato individuato nel liquido vaginale di 10 donne con COVID-19 (Saito 2020). Inoltre, non è stato trovato nello sperma e nel latte materno (Song 2020, Scorzolini 2020). In rare occasioni, tuttavia, il virus può essere rilevato in lacrime e secrezioni congiuntivali (Xia 2020).

I campioni possono anche essere raccolti da espettorato (se prodotto), aspirato endotracheale o lavaggio broncoalveolare. È probabile che i campioni del tratto respiratorio inferiore siano più sensibili dei tamponi rinofaringei. Soprattutto nei pazienti gravemente malati, il virus è spesso più presente nelle vie respiratorie inferiori che in quelle superiori (Huang 2020). Tuttavia, con queste procedure esiste sempre un elevato rischio di “aerosolizzazione” e quindi il rischio di infezione nel personale curante.

In ogni caso, contrariamente al SARS-CoV, la replicazione virale di SARS-CoV-2 è molto alta nei tessuti del tratto respiratorio superiore, (Wolfel 2020). Secondo l’OMS, il materiale respiratorio per PCR dovrebbe essere ottenuto da campioni prelevati dal tratto respiratorio superiore (tampone o lavaggio rinofaringeo e orofaringeo) in pazienti ambulatoriali (WHO 2020).  Si preferisce raccogliere campioni sia da tamponi rinofaringei che orofaringei, che possono essere inseriti nella stessa provetta.

Tamponi rinofaringei – problemi pratici

È importante eseguire correttamente il tampone. L’esecuzione di tamponi nasofaringei ed orofaringei presenta numerose possibilità di errore che possono portare a risultati falsi negativi. Inoltre, devono essere prese misure di protezione per non mettere in pericolo l’esaminatore. Ogni tampone comporta un alto rischio di infezione! Sono necessari una protezione respiratoria, occhiali protettivi, camice e guanti. Deve essere praticata una corretta vestizione e rimozione degli indumenti protettivi! Molti errori si verificano quando viene rimossa una mascherina protettiva.

La procedura richiede che il paziente si sieda su una sedia e pieghi la testa leggermente all’indietro. L’esaminatore dovrebbe trovarsi in una posizione lievemente sfalsata, non immediatamente frontale, al fine di evitare un possibile espettorato da colpo di tosse. Si deve informare il paziente dell’eventuale scomodità per la durata dell’esame. Dovrebbero essere utilizzati tamponi idonei per il rilevamento di virus, il cui bastoncino dimostri una discreta flessibilità. I bastoncini di legno possono inattivare i virus e comportare un alto rischio di lesioni. Il tampone deve essere tenuto tra il pollice e l’indice, come una matita, in modo che l’estremità non tocchi nulla. La parete posteriore del rinofaringe viene generalmente raggiunta inserendo il tampone per 5-7 cm, raggiungendola è possibile percepire una leggera resistenza. Si deve evitare il contatto del tampone con i denti o la lingua durante la procedura; il tampone deve essere raccolto dalla parete posteriore del rinofaringe, direttamente accanto all’ugola. Attenzione al riflesso faringeo! Esistono molti video pratici su Internet per la corretta esecuzione dei tamponi. Dopo un’adeguata formazione, molti pazienti possono eseguire autonomamente i loro tamponi.

Abbiamo organizzato un sistema per i pazienti in grado di effettuare i tamponi a domicilio indipendentemente (la maggior parte di essi).  Un corriere recapita le provette direttamente a casa del paziente e posiziona le provette davanti alla porta. Il contatto diretto tra paziente e corriere deve essere evitato. I tubi del tampone effettuato non devono essere toccati dal corriere (devono essere inseriti direttamente in una busta o raccolti con una busta capovolta) e devono essere consegnati direttamente (nessuna spedizione!). Questo procedimento richiede istruzioni chiare e precise, ma si è generalmente dimostrato realizzabile.

I tamponi possono essere conservati asciutti o in una piccola quantità di soluzione di NaCl; se necessaria, questo particolare dovrebbe essere preventivamente chiarito con il laboratorio. Un referto rapido della PCR è importante, ottenuto preferibilmente entro lo stesso giorno della procedura, se possibile. Il calore non è favorevole. In un piccolo studio, i campioni sono stati inattivati ​​mediante incubazione a bagnomaria a 56 ° C per 30 minuti. 7/15 campioni con bassi valori virali si sono convertiti in falso negativo. Anche una conservazione prolungata ha portato a risultati falsi negativi (Pan 2020).

I campioni prelevati dai tratti respiratori inferiori possono includere espettorato (se prodotto) e/o aspirato endotracheale o lavaggio broncoalveolare, in pazienti con patologie respiratorie più gravi. Tuttavia, è necessario considerare un elevato rischio di aerosol (attenersi rigorosamente alle procedure di prevenzione e controllo delle infezioni). Possono essere raccolti ulteriori campioni clinici essendo il virus COVID-19 stato rilevato nel sangue e nelle feci (vedi sotto).

La raccolta di campioni da tamponi orali o nasofaringei può causare disagio ai pazienti e mettere a rischio gli operatori sanitari. Il virus è presente nella saliva e numerosi studi hanno dimostrato che i campioni di saliva orofaringea posteriore (gola in profondità) sono possibili e più accettabili sia per i pazienti sia per gli operatori sanitari (To 2020, Yu 2020). Gargarismi della gola possono essere utilizzati per il monitoraggio, grazie alla loro non-invasività ed affidabilità. Il gargarismo si può ottenere chiedendo ai pazienti far gorgogliare sulla parete faringea posteriore 20 ml di una soluzione salina normale sterile. Dopo 5-10 secondi, il paziente può espettorare la soluzione salina dalla gola in un contenitore sterile. In 24 campioni di esami in parallelo di gargarismi della gola e tamponi rinofaringei, il tasso di positività al test del lavaggio della gola era molto più elevato di quello dei tamponi (Guo 2020).

Sebbene non siano stati ancora segnalati casi di trasmissione per via oro-fecale, vi sono prove crescenti che SARS-CoV-2 si replichi attivamente nel tratto gastrointestinale. Uno studio ampio condotto da Zhuhai, in Cina, ha mostrato una presenza prolungata di RNA virale SARS-CoV-2 nei campioni fecali. In 41 (55%) dei 74 pazienti con campioni fecali positivi per l’RNA SARS-CoV-2, i tamponi respiratori sono rimasti positivi per l’RNA SARS-CoV-2 per una media di 16,7 giorni, mentre i campioni fecali sono rimasti positivi per una media di 27,9 giorni dopo la prima insorgenza dei sintomi (Wu 2020). In 22/133 pazienti, SARS-CoV-2 è stato ancora rilevato nell’espettorato o nelle feci (fino a 39 e 13 giorni, rispettivamente), anche dopo che i tamponi faringei risultassero negativi (Chen 2020). Questi studi hanno sollevato dubbi sul fatto che i pazienti con tamponi faringei negativi siano veramente privi di virus e se sia quindi necessario il campionamento di ulteriori siti corporei. Tuttavia, la rilevanza clinica di questi risultati rimane poco chiara e vi è uno studio che non ha rilevato virus infettivi da campioni di feci, nonostante le elevate concentrazioni di RNA virale (Wolfel 2020).

SARS-CoV-2 viene raramente rilevato nel sangue (Wang 2020, Wolfel 2020). Che dire del rischio di trasmissione associato alle trasfusioni? In uno studio di screening su 2.430 donazioni di sangue a Wuhan, 4 campioni di plasma da donatori asintomatici sono stati trovati positivi per l’RNA virale (Kwon 2020). Un altro studio dalla Corea ha rilevato sette donatori di sangue asintomatici successivamente confermati per COVID-19. Nessuno dei 9 destinatari di piastrine o trasfusioni di globuli rossi è risultato positivo all’RNA SARS-CoV-2. La trasmissione trasfusionale di SARS-CoV-2 è stata considerata improbabile (Chang 2020); come per le feci, non è chiaro se la presenza di RNA rilevabile nel sangue indichi infettività.

PCR

Sono disponibili diversi kit diagnostici basati su qPCR poiché i laboratori di tutto il mondo hanno personalizzato i propri test PCR per SARS-CoV-2, utilizzando primer diversi destinati a sezioni diverse della sequenza genetica del virus. È stata recentemente pubblicata un’analisi dei diversi test e dispositivi diagnostici (Loffelholz 2020). Un protocollo per il test in tempo reale (RT)-PCR per il rilevamento di SARS-CoV-2 per due target RdRp (IP2 e IP4) sono descritti su https://www.who.int/docs/default-source/coronaviruse/real-time-rt-pcr-assays-for-the-detection-of-sars-cov-2-institut-pasteur-paris.pdf?sfvrsn=3662fcb6_2.

Nuovi saggi RT-PCR mirati all’RNA-polimerasi RNA-dipendente (RdRp)/elicasi, Spike e geni nucleocapsidi di SARS-CoV-2 possono aiutare a migliorare la diagnosi di laboratorio di COVID-19. Rispetto al saggio RdRp-P2 che viene utilizzato nella maggior parte dei laboratori europei, questi saggi non reagiscono in modo incrociato con SARS-CoV nella coltura cellulare e possono essere più sensibili e specifici (Chan 2020).

Altrimenti, dato che i limiti di rilevazione dei sei kit commerciali differiscono sostanzialmente (fino a una differenza di 16 volte), è possibile che i limiti più bassi portino a risultati falsi negativi, quando è utilizzata RT-PCR per rilevare l’infezione da SARS-CoV-2 (Wang 2020). Secondo gli autori, i produttori dovrebbero valutare i problemi esistenti sulla base dell’applicazione clinica e migliorare ulteriormente i loro prodotti.

PCR qualitativa

Una PCR qualitativa (“risultato positivo o negativo”) è di solito sufficiente nella diagnostica di routine. La quantificazione dell’RNA virale è attualmente (per il momento) solo di interesse accademico. I risultati falsi positivi sono rari. Il problema principale di qualsiasi PCR qualitativa sono soprattutto i risultati falsi negativi. Questi hanno molte cause. Tamponi raccolti in modo errato sono particolarmente comuni, ma si verificano anche errori di laboratorio.

Diversi studi hanno dimostrato che anche i pazienti asintomatici sono positivi al test PCR e possono trasmettere il virus (Bai 2020, Cereda 2020, Rothe 2020). La diffusione virale può iniziare da 2 a 3 giorni prima della comparsa dei primi sintomi. Analizzando un totale di 414 tamponi faringei in 94 pazienti, la più alta carica virale nei tamponi è stata rilevata al momento dell’insorgenza dei sintomi. L’infettività è iniziata 2,3 giorni (IC al 95%, 0,8-3,0 giorni) prima dell’inizio dei sintomi e ha raggiunto il picco 0,7 giorni prima dei sintomi (He 2020). Si è stimato che l’infettività si riduca rapidamente entro 7 giorni.

In una coorte di 113 pazienti sintomatici, la durata media della rilevazione dell’RNA SARS-CoV-2 è stata di 17 giorni (interquartili 13-22 giorni), misurata a partire dall’insorgenza della malattia. In alcuni pazienti, la PCR è stata positiva anche più a lungo: il sesso maschile e la gravità della malattia (ventilazione meccanica invasiva) sono considerati fattori di rischio indipendenti per la diffusione virale prolungata (Xu 2020).

Recenti rapporti di pazienti che mostrano risultati positivi dopo ripetute PCR negative e recupero clinico hanno attratto molta attenzione mediatica, (Lan 2020, Xiao 2020, Yuan 2020). Questi studi sollevano la questione della riattivazione o di una nuova infezione con COVID-19 (vedi sotto, capitolo clinico). Per ora, è molto più probabile che questi risultati siano dovuti a problemi metodologici (Li 2020). A bassi livelli di virus, specialmente durante gli ultimi giorni di un’infezione, la carica virale può fluttuare e talvolta essere rilevabile e altre volte no (Wolfel 2020). La riattivazione, e anche una rapida reinfezione, sarebbe molto insolita per un coronavirus.

Quantificazione della carica virale

Diversi studi hanno valutato la carica virale SARS-CoV-2 in diversi campioni. In un piccolo studio prospettico, la carica virale nei tamponi oro/naso/faringei raccolti da 17 pazienti sintomatici è stata analizzata in relazione al giorno di insorgenza di un qualsiasi sintomo (Zou 2020). È da notare che la carica virale rilevata nei pazienti asintomatici era simile a quella nei pazienti sintomatici, il che conferma la possibilità di trasmissione da pazienti asintomatici o minimamente sintomatici.

In un altro studio su 82 individui infetti, le cariche virali nei campioni di tampone faringeo ed espettorato hanno raggiunto il picco circa 5-6 giorni dopo l’insorgenza dei sintomi, variando da circa 79.900 copie/ml nel tampone a 752.000 copie per ml nell’espettorato (Pan 2020). In uno studio sui campioni di saliva orofaringea, a differenza della SARS, i pazienti con COVID-19 presentavano la più alta carica virale già durantela manifestazione dei primi sintomi, il che potrebbe spiegare la rapida diffusione di questa epidemia (fino al 2020). In questo studio, la carica virale mediana nella saliva orofaringea posteriore o in altri campioni respiratori era di 5,2 log10 copie per ml (IQR 4.1-7.0).  In un totale di 323 campioni di 76 pazienti, la carica virale media nell’espettorato (17.429 copie/test) era significativamente più elevata rispetto ai tamponi faringei (2.552 copie) e ai tamponi nasali (651 copie). La carica virale era più alta nelle fasi iniziali e progressive rispetto alla fase di remissione (Yu 2020). Secondo uno studio pubblicato di recente, la diffusione virale potrebbe già iniziare 2-3 giorni prima della comparsa dei primi sintomi e il profilo di infettività potrebbe assomigliare più a quello dell’influenza che alla SARS (He 2020).

Cariche virali più elevate potrebbero essere associate a esiti clinici più gravi. In uno studio che ha valutato campioni seriali di 21 casi lievi e 10 gravi (Liu 2020), si è visto che i casi lievi hanno una clearance virale precoce, con il 90% di questi pazienti presentanti test RT-PCR negativi, ripetuti entro il decimo giorno dall’insorgenza dei sintomi. Al contrario, tutti i casi gravi sono risultati ancora positivi al decimo giorno successivo all’esordio. Tuttavia, sono necessari studi ampi e prospettici per valutare il ruolo della carica virale SARS-CoV-2 come possibile marker per la valutazione della gravità e della prognosi della malattia.

Diagnosi in caso di mancanza di kit diagnostici PCR

Non vi è dubbio che l’obiettivo generale deve essere quello di identificare quante più infezioni possibili. Tuttavia, in molti paesi, una carenza di kit diagnostici non permette di soddisfare le necessità di una popolazione infetta in crescita. Pertanto, campioni aggregati vengono spesso utilizzati per risparmiare materiale. Diversi campioni vengono esaminati insieme e solo quando un campione aggregato è positivo, i campioni verranno esaminati singolarmente.

Alcuni studi hanno anche esplorato la possibilità di effettuare diagnosi senza PCR, in periodi ed in paesi con alta prevalenza, quando questo si dimostra necessario. Un ampio studio retrospettivo caso-controllo a Singapore ha valutato i fattori predittivi di infezione da SARS-CoV-2, utilizzando fattori come il rischio di esposizione, variabili demografiche, la valutazione clinica e i risultati dei test clinici (Sun 2020). Anche in assenza di fattori di rischio dati dall’esposizione e/o evidenza radiologica di polmonite, i sintomi e i test clinici possono identificare soggetti ad alto rischio di COVID-19. Leucopenia, linfocitopenia, temperatura corporea elevata, frequenza respiratoria elevata, sintomi gastrointestinali e riduzione della produzione di espettorato sono stati strettamente associati a un test SARS-CoV-2 positivo. Tuttavia, questi modelli di previsione preliminare sono sensibili al contesto epidemiologico locale e alla fase dell’epidemia globale. Ha senso considerarli solo durante i periodi di elevata incidenza. In altre parole: se vedo un paziente durante il picco di un’epidemia, che presenta febbre, tosse, respiro corto e linfopenia, posso essere quasi sicuro che questo paziente soffra di COVID-19. Durante le fasi con minor incidenza di COVID-19, questi modelli non hanno senso. Non vi è dubbio che il test dell’acido nucleico o il sequenziamento genetico rappresentino i metodi standard per la conferma dell’infezione. Quando è disponibile la PCR, si deve eseguire la PCR.

Sierologia

L’identificazione di un’infezione virale pregressa tramite la ricerca di anticorpi prodotti da una persona infetta sarà uno degli obiettivi più importanti nella lotta contro la pandemia di COVID-19 (Breve recensione: Petherick 2020). Il test anticorpale ha molte finalità: questi test sierologici sono di fondamentale importanza per determinare la sieroprevalenza, un’esposizione precedente al virus, e per identificare donatori umani altamente reattivi per la raccolta di siero convalescente ad uso terapeutico. I test sierologici offriranno inoltre la tracciabilità dei contatti e lo screening degli operatori sanitari per identificare coloro che sono già immuni. Quante persone sono state realmente infettate, in quante il virus è sfuggito alla diagnosi di PCR e per quali motivi, quanti pazienti sono asintomatici e qual è il tasso di mortalità reale in una popolazione definita? Solo con test sierologici completi (e ben pianificati studi epidemiologici) saremo in grado di rispondere a queste domande e ridurre i molti dati ancora sconosciuti ed ubiquitari. Diverse indagini sono già in corso in un’ampia varietà di luoghi in tutto il mondo.

Ma, al di fuori degli studi clinici, chi dovrebbe essere testato ora? Il test sierologico in realtà non ha senso per i pazienti con una precedente e comprovata malattia COVID-19. Tuttavia, può ancora essere fatto se, ad esempio, si desidera convalidare un altro test. Oltre a coloro che si occupano di assistenza sanitaria o lavorano in altre professioni ad alto rischio di trasmissione, tali test possono anche essere utili al fine di identificare retrospettivamente possibili contatti.

Diversi gruppi stanno lavorando a questi test (Amanat 2020), alcuni dei quali sono già disponibili in commercio.

I test sugli anticorpi si concentrano solitamente sugli antigeni (proteine). Nel caso di SARS-CoV-2, vengono utilizzati diversi kit ELISA (enzyme-linked immunosorbent assay o saggio immuno-assorbente legato ad un enzima) basati sulla proteina nucleocapsidica ricombinante e sulla proteina Spike (Loffelholz 2020). La proteina Spike del SARS-CoV-2 sembra essere il bersaglio migliore. Tuttavia, decidere quale parte della proteina Spike usare è meno immediato e dipende molto dall’unicità della proteina spike. Più è unica, minore è la probabilità di cross-reattività con altri coronavirus e quindi minore anche quella di ottenere falsi positivi derivanti dall’immunità ad altri coronavirus. La cross-reattività con altri coronavirus può essere un problema. I cosiddetti test di conferma (di solito test di neutralizzazione) possono essere utilizzati per ridurre i test falsi positivi.

Anche con una specificità molto elevata del 99% e oltre, specialmente nelle aree a bassa prevalenza, il valore informativo è limitato e un alto tasso di test falsi positivi deve essere considerato. Un esempio: con una specificità del 99%, si può prevedere che un test su 100 sia positivo. Se la prevalenza è elevata, questo è meno rilevante. Tuttavia, se una persona viene sottoposta a test in una popolazione a bassa prevalenza, la probabilità che un test positivo sia davvero positivi (il valore predittivo positivo, ovvero il numero di test realmente positivi diviso per il numero di tutti i test positivi) è basso. In una popolazione con una prevalenza dell’1%, il valore predittivo sarebbe solo del 50%!  Le stime attuali dall’Islanda, una popolazione ben definita ma non selezionata, hanno mostrato un tasso di positività relativamente costante di circa lo 0,8% a marzo 2020 (Gudbjartsson 2020). Anche nei paesi apparentemente più gravemente colpiti, i tassi di infezione sono solo leggermente più alti. Se ipotizziamo per la Germania, uno dei paesi con il maggior numero di casi di infezione al mondo, 133.800 al 17 aprile, e ipotizziamo che il numero di infezioni non rilevate sia circa 5 volte più elevato, allora la prevalenza in Germania è complessivamente ancora ferma ad un livello inferiore all’1%. Se quasi una persona su  cento è infetta, ogni secondo test positivo sarebbe un falso positivo, anche con una specificità del 99%. Lo screening generalizzato degli anticorpi nella popolazione produrrà quindi un tasso abbastanza alto di risultati falsi positivi.

È da notare che le risposte sierologiche ai coronavirus sono solo transitorie. Gli anticorpi verso altri coronavirus umani e stagionali possono scomparire anche dopo alcuni mesi. Dati preliminari suggeriscono che il profilo degli anticorpi contro SARS-CoV-2 è simile a SARS-CoV (Xiao 2020). Per SARS-CoV, gli anticorpi non sono stati rilevati nei i primi 7 giorni di malattia, ma il titolo di IgG è aumentato drammaticamente al giorno 15, raggiungendo un picco al giorno 60, ed è rimasto elevato fino al giorno 180 da quando ha cominciato a diminuire gradualmente fino al giorno 720. Le IgM si evidenziano al giorno 15 e raggiungono rapidamente il picco, per poi diminuire gradualmente fino a livelli non rilevabili al giorno 180 (Mo 2006). Come con altri virus, gli anticorpi IgM si presentano un po’ prima degli anticorpi IgG che sono più specifici. Gli anticorpi IgA sono relativamente sensibili ma meno specifici (Okba 2020).

Il primo ampio studio sulla risposta umorale dell’ospite contro SARS-CoV-2 ha dimostrato che la risposta umorale a SARS-CoV-2 può aiutare nella diagnosi di COVID-19, compresi i casi subclinici (Guo 2020). In questo studio, la risposta di IgA, IgM e IgG usando un test ELISA sulla proteina nucleocapsidica virale ricombinante è stata analizzata in 208 campioni di plasma da 82 casi confermati e 58 probabili (Guo 2020). La durata mediana del rilevamento di anticorpi IgM e IgA è stata di 5 giorni (IQR 3-6), mentre le IgG sono state rilevate il 14esimo giorno (IQR 10-18) dopo l’insorgenza dei sintomi, con un tasso di positività rispettivamente dell’85,4%, 92,7% e 77,9%. L’efficacia di rilevazione da ELISA di IgM era superiore a quella della PCR dopo 5,5 giorni dall’insorgenza dei sintomi. In un altro studio su 173 pazienti, i tassi di sieroconversione (tempo mediano) per IgM e IgG erano rispettivamente dell’82,7% (12 giorni) e del 64,7% (14 giorni). Un titolo più elevato di anticorpi è stato associato in modo indipendente a malattie gravi (Zhao 2020). Nei prossimi mesi si vedrà come la risposta anticorpale umana a SARS-CoV-2 evolva nel tempo e come questa risposta e i titoli anticorpali siano correlati con l’immunità. È anche ipotizzabile che in alcuni pazienti (ad esempio quelli con immunodeficienza), la risposta anticorpale rimanga ridotta.

Radiologia

Tomografia computerizzata

La tomografia computerizzata (TC) può svolgere un ruolo sia nella diagnosi che nella valutazione della gravità e del follow-up della malattia. La TC toracica ha una sensibilità relativamente alta per la diagnosi di COVID-19 (Ai 2020, Fang 2020). Tuttavia, circa la metà dei pazienti può presentare una TC normale durante i primi 1-2 giorni dopo l’insorgenza dei sintomi (Bernheim 2020). D’altra parte, è emerso molto presto nell’attuale pandemia che una considerevole percentuale di pazienti subclinici (scansioni eseguite prima dell’insorgenza dei sintomi) potrebbe già avere reperti TC patologici (Chan 2020, Shi 2020). In alcuni di questi pazienti con reperti TC patologici evidenti di polmonite, le PCR nei tamponi rinofaringei erano ancora negative (Xu 2020). D’altra parte, metà dei pazienti che successivamente sviluppano una polmonite morfologicamente visibile alla TC può ancora presentare una TC normale nei primi 1-2 giorni dopo la comparsa dei sintomi (Bernheim 2020).

Tuttavia, non si dovrebbe sopravvalutare il valore della TC toracica. La raccomandazione di alcuni ricercatori cinesi di includere la TC come parte integrante nella diagnosi di COVID-19 ha portato a dure critiche, in particolare da parte di esperti nei paesi occidentali. Negli studi cinesi si sono rilevati errori e carenze significative. Considerando anche il rischio di infezione per il personale, molti esperti rifiutano rigorosamente lo screening TC generalizzato nei pazienti con infezione o sospetto di infezione da SARS-CoV-2 (Hope 2020, Raptis 2020). Secondo la raccomandazione della British Radiology Society, che ha tentato di incorporare la TC negli algoritmi diagnostici per la diagnosi di COVID-19, il valore della TC rimane poco chiaro, anche se una PCR è negativa o non disponibile (Nair 2020, Rodrigues 2020). Una TC toracica deve essere eseguita solo se si prendono in considerazione complicanze o diagnosi differenziali (Raptis 2020).

In studi in cieco, radiologi provenienti dalla Cina e dagli Stati Uniti hanno provato a differenziare la polmonite COVID-19 da altre polmoniti virali. La specificità era piuttosto elevata, la sensibilità molto più bassa (Bai 2020). Una recente meta-analisi ha riscontrato un’alta sensibilità ma una bassa specificità (Kim 2020). La sensibilità della TC è stata influenzata dalla distribuzione della gravità della malattia, dalla proporzione di pazienti con comorbidità e dalla percentuale di pazienti asintomatici. Nelle aree a bassa prevalenza, la TC toracica aveva un basso valore predittivo positivo (1,5-30,7%).

Se patologiche, le immagini di solito mostrano un coinvolgimento bilaterale, con più opacità a chiazze o a vetro smerigliato (GGO) a distribuzione subpleurale in più lobi bilaterali. Le lesioni possono presentare significative sovrapposizioni con quelle da SARS e MERS (Hosseiny 2020).

Un’analisi sistematica dei risultati radiologici in 919 pazienti ha trovato come caratteristica più comune la GGO bilaterale multilobare con una distribuzione periferica o posteriore, principalmente nei lobi inferiori e meno frequentemente nel lobo medio destro (Salehi 2020). In questa review, la presentazione atipica di un’immagine iniziale di opacità consolidative sovrapposte a GGO è stata trovata in un numero inferiore di casi, principalmente nella popolazione anziana. L’ispessimento dei setti, bronchiectasie, ispessimento pleurico e coinvolgimento subpleurico erano meno comuni, principalmente nelle fasi avanzate della malattia. Versamento pleurico, versamento pericardico, linfoadenopatia, cavitazione, il segno dell’alone CT e il pneumotorace erano rari (Salehi 2020).

L’evoluzione della malattia alla TC non è ben chiara. Tuttavia, con il passare del tempo, dopo l’insorgenza dei sintomi, i risultati della TC sono più frequenti e tra essi vi sono consolidamento, malattia bilaterale e periferica, maggiore coinvolgimento polmonare totale, opacità lineari, pattern di “pavimentazione folle” e segno “alone inverso” (Bernheim 2020). Alcuni esperti hanno proposto che i reperti radiologici possano essere suddivisi in quattro fasi diverse (Li 2020). Nella fase iniziale, emergono piccole ombre multiple irregolari e modificazioni interstiziali. Nella fase progressiva, le lesioni aumentano e si allargano, sviluppandosi in più GGO e con consolidamento infiltrativo in entrambi i polmoni. Nella fase grave si osservano massicci consolidamenti polmonari e “polmoni bianchi”, ma il versamento pleurico è raro. Nella fase dissipativa, le GGO e i consolidamenti polmonari sono stati completamente assorbiti e le lesioni hanno iniziato a trasformarsi in fibrosi.

In uno studio longitudinale che analizza 366 scansioni TC seriali in 90 pazienti con polmonite COVID-19, l’entità delle anomalie polmonari è progredita rapidamente e ha raggiunto il picco durante i giorni di malattia 6-11 (Wang 2020). Il modello predominante di anomalie dopo l’insorgenza dei sintomi in questo studio era l’opacità a vetro smerigliato (45-62%). Con il progredire della polmonite, le aree delle lesioni si allargano e si sviluppano in consolidati diffusi in entrambi i polmoni entro pochi giorni (Guan 2020).

La maggior parte dei pazienti dimessi presentava lesioni residue nelle ultime immagini TC (Wang 2020). Sono necessari studi con un follow-up più lungo per valutare il danno polmonare permanente o a lungo termine, inclusa la fibrosi, come si vede nelle infezioni da SARS e MERS. Si prevede che la fibrosi polmonare sia il principale fattore che possa portare alla disfunzione polmonare e alla ridotta qualità della vita nei sopravvissuti al COVID-19 dopo la guarigione. Sono necessarie ulteriori ricerche sulla correlazione dei risultati CT con la gravità clinica e la progressione della malattia, il valore predittivo della TC di base o dei cambiamenti temporali sull’esito della malattia e le sequele del danno polmonare acuto indotto da COVID-19 (Lee 2020).

È da notare che la TC del torace non è raccomandata in tutti i pazienti con COVID-19, specialmente in quelli che stanno sufficientemente bene da essere dimessi o in quelli con solo brevi periodi sintomatici (<2 giorni). In caso di COVID-19, un gran numero di pazienti con infezione o sospetta infezione si affollano in ospedale. Di conseguenza, il carico di lavoro dell’esame del dipartimento di radiologia aumenta notevolmente. Poiché la trasmissione di SARS-CoV-2 avviene attraverso goccioline respiratorie e contatto ravvicinato, è necessario evitare esami TC non necessari. An et al. offrono una panoramica della prevenzione e del controllo dell’epidemia COVID-19 nel dipartimento di radiologia.

Ultrasuoni e PET

Alcuni esperti hanno ipotizzato che l’ecografia polmonare (LUS) possa essere utile, poiché può consentire l’esecuzione contemporanea dell’esame clinico e dell’imaging polmonare al capezzale del malato da parte dello stesso medico (Buonsenso 2020, Soldati 2020). I potenziali vantaggi di LUS includono portabilità, esame al letto del malato, sicurezza e possibilità di ripetere l’esame durante il follow-up. L’esperienza, in particolare dell’Italia, con l’ecografia polmonare come intervento al capezzale del malato ha migliorato la valutazione del coinvolgimento polmonare e può anche ridurre l’uso di radiografie del torace e TC. Una valutazione a punti è utilizzata per regione e pattern agli ultrasuoni (Vetrugno 2020). Tuttavia, il ruolo diagnostico e prognostico di LUS in COVID-19 è ancora incerto.

Non è ancora chiaro se esista una potenziale utilità clinica di altre tecniche di imaging come l’imaging PET / CT 18F-FDG nella diagnosi differenziale di casi complessi (Deng 2020, Qui 2020).

References

Ai T, Yang Z, Hou H, et al. Correlation of Chest CT and RT-PCR Testing in Coronavirus Disease 2019 (COVID-19) in China: A Report of 1014 Cases. Radiology. 2020 Feb 26:200642. PubMed: https://pubmed.gov/32101510. Full-text: https://doi.org/10.1148/radiol.2020200642

Amanat F, Nguyen T, Chromikova V, et al. Serological assay to detect SARS-CoV-2 seroconversion in humans. Full-text: https://doi.org/10.1101/2020.03.17.20037713

An P, Ye Y, Chen M, Chen Y, Fan W, Wang Y. Management strategy of novel coronavirus (COVID-19) pneumonia in the radiology department: a Chinese experience. Diagn Interv Radiol. 2020 Mar 25. PubMed: https://pubmed.gov/32209526. Full-text: https://doi.org/10.5152/dir.2020.20167

Bai HX, Hsieh B, Xiong Z, et al. Performance of radiologists in differentiating COVID-19 from viral pneumonia on chest CT. Radiology. 2020:200823. [PMID: 32155105] doi:10.1148/radiol.2020200823

Bai HX, Hsieh B, Xiong Z, et al. Performance of radiologists in differentiating COVID-19 from viral pneumonia on chest CT. Radiology. 2020 Mar 10:200823. Full-text: https://doi.org/10.1148/radiol.2020200823

Bai Y, Yao L, Wei T, et al. Presumed Asymptomatic Carrier Transmission of COVID-19. JAMA. 2020 Feb 21. PubMed: https://pubmed.gov/32083643. Full-text: https://doi.org/10.1001/jama.2020.2565

Bernheim A, Mei X, Huang M, Yang Y, et al. Chest CT Findings in Coronavirus Disease-19 (COVID-19): Relationship to Duration of Infection. Radiology. 2020 Feb 20:200463. https://doi.org/10.1148/radiol.2020200463.

Buonsenso D, Pata D, Chiaretti A. COVID-19 outbreak: less stethoscope, more ultrasound. Lancet Respir Med. 2020 Mar 20. PubMed: https://pubmed.gov/32203708. Full-text: https://doi.org/10.1016/S2213-2600(20)30120-X

Cereda D, Tirani M, Rovida F, et al. The early phase of the COVID-19 outbreak in Lombardy, Italy. https://arxiv.org/ftp/arxiv/papers/2003/2003.09320.pdf. Accessed 27 March 2020.

Chan JF, Yip CC, To KK, et al. Improved molecular diagnosis of COVID-19 by the novel, highly sensitive and specific COVID-19-RdRp/Hel real-time reverse transcription-polymerase chain reaction assay validated in vitro and with clinical specimens. J Clin Microbiol. 2020 Mar 4. PubMed: https://pubmed.gov/32132196. Full-text: https://doi.org/10.1128/JCM.00310-20

Chan JF, Yuan S, Kok KH, et al. A familial cluster of pneumonia associated with the 2019 novel coronavirus indicating person-to-person transmission: a study of a family cluster. Lancet. 2020 Feb 15;395(10223):514-523. PubMed: https://pubmed.gov/31986261. Full-text: https://doi.org/10.1016/S0140-6736(20)30154-9

Chang L, Zhao L, Gong H, Wang L, Wang L. Severe Acute Respiratory Syndrome Coronavirus 2 RNA Detected in Blood Donations. Emerg Infect Dis. 2020 Apr 3;26(7). PubMed: https://pubmed.gov/32243255. Full-text: https://doi.org/10.3201/eid2607.200839

Chen C, Gao G, Xu Y, et al. SARS-CoV-2–Positive Sputum and Feces After Conversion of Pharyngeal Samples in Patients With COVID-19. Ann Intern Med. 2020, March 30. Full-text: https://annals.org/aim/fullarticle/2764036/sars-cov-2-positive-sputum-feces-after-conversion-pharyngeal-samples

Cheng MP, Papenburg J, Desjardins M, et al. Diagnostic Testing for Severe Acute Respiratory Syndrome-Related Coronavirus-2: A Narrative Review. Ann Intern Med. 2020 Apr 13. pii: 2764737. PubMed: https://pubmed.gov/32282894. Full-text: https://doi.org/10.7326/M20-1301.

Corman VM, Landt O, Kaiser M, et al. Detection of 2019 novel coronavirus (2019-nCoV) by real-time RT-PCR. Euro Surveill. 2020 Jan;25(3). PubMed: https://pubmed.gov/31992387. Full-text: https://doi.org/10.2807/1560-7917.ES.2020.25.3.2000045

Deng Y, Lei L, Chen Y, Zhang W. The potential added value of FDG PET/CT for COVID-19 pneumonia. Eur J Nucl Med Mol Imaging. 2020 Mar 21. PubMed: https://pubmed.gov/32198615. Full-text: https://doi.org/10.1007/s00259-020-04767-1

Fang Y, Zhang H, Xie J, et al. Sensitivity of Chest CT for COVID-19: Comparison to RT-PCR. Radiology. 2020 Feb 19:200432. PubMed: https://pubmed.gov/32073353. Full-text: https://doi.org/10.1148/radiol.2020200432

Guan W, Liu J, Yu C. CT Findings of Coronavirus Disease (COVID-19) Severe Pneumonia. AJR Am J Roentgenol. 2020 Mar 24:W1-W2. PubMed: https://pubmed.gov/32208010. Full-text: https://doi.org/10.2214/AJR.20.23035

Gudbjartsson DF, Helgason A, Jonsson H, et al. Spread of SARS-CoV-2 in the Icelandic Population. N Engl J Med. 2020 Apr 14. PubMed: https://pubmed.gov/32289214. Full-text: https://doi.org/10.1056/NEJMoa2006100.

Guo L, Ren L, Yang S, et al. Profiling Early Humoral Response to Diagnose Novel Coronavirus Disease (COVID-19). Clin Infect Dis. 2020 Mar 21. PubMed: https://pubmed.gov/32198501. Full-text: https://doi.org/10.1093/cid/ciaa310

Guo WL, Jiang Q, Ye F, et al. Effect of throat washings on detection of 2019 novel coronavirus. Clin Infect Dis. 2020 Apr 9. pii: 5818370. PubMed: https://pubmed.gov/32271374. Full-text: https://doi.org/10.1093/cid/ciaa416.

Hao W. Clinical Features of Atypical 2019 Novel Coronavirus Pneumonia with an initially Negative RT-PCR Assay. J Infect. 2020 Feb 21. PubMed: https://pubmed.gov/32092387. Full-text: https://doi.org/10.1016/j.jinf.2020.02.008

He X, Lau EHY, Wu P, et al. Temporal dynamics in viral shedding and transmissibility of COVID-19. Nat Med. 2020 Apr 15. pii: 10.1038/s41591-020-0869-5. PubMed: https://pubmed.gov/32296168. Full-text: https://doi.org/10.1038/s41591-020-0869-5.

Hope MD, Raptis CA, Henry TS. Chest Computed Tomography for Detection of Coronavirus Disease 2019 (COVID-19): Don´t Rush the Science. Ann Intern Med. 2020 Apr 8. pii: 2764546. PubMed: https://pubmed.gov/32267912. Full-text: https://doi.org/10.7326/M20-1382.

Hosseiny M, Kooraki S, Gholamrezanezhad A, Reddy S, Myers L. Radiology Perspective of Coronavirus Disease 2019 (COVID-19): Lessons From Severe Acute Respiratory Syndrome and Middle East Respiratory Syndrome. AJR Am J Roentgenol. 2020 Feb 28:1-5. PubMed: https://pubmed.gov/32108495. Full-text: https://doi.org/10.2214/AJR.20.22969

Huang Y, Chen S, Yang Z, et al. SARS-CoV-2 Viral Load in Clinical Samples of Critically Ill Patients. Am J Respir Crit Care Med. 2020 Apr 15. PubMed: https://pubmed.gov/32293905. Full-text: https://doi.org/10.1164/rccm.202003-0572LE

Kwon SY, Kim EJ, Jung YS, Jang JS, Cho NS. Post-donation COVID-19 identification in blood donors. Vox Sang. 2020 Apr 2. PubMed: https://pubmed.gov/32240537. Full-text: https://doi.org/10.1111/vox.12925

Lan L, Xu D, Ye G, et al. Positive RT-PCR Test Results in Patients Recovered From COVID-19. JAMA. 2020 Feb 27. PubMed: https://pubmed.gov/32105304. Full-text: https://doi.org/10.1001/jama.2020.2783

Lee EYP, Ng MY, Khong PL. COVID-19 pneumonia: what has CT taught us? Lancet Infect Dis. 2020 Apr;20(4):384-385. PubMed: https://pubmed.gov/32105641. Full-text: https://doi.org/10.1016/S1473-3099(20)30134-1

Li M, Lei P, Zeng B, et al. Coronavirus Disease (COVID-19): Spectrum of CT Findings and Temporal Progression of the Disease. Acad Radiol. 2020 Mar 20. pii: S1076-6332(20)30144-6. PubMed: https://pubmed.gov/32204987. Full-text: https://doi.org/10.1016/j.acra.2020.03.003

Li Y, Xia L. Coronavirus Disease 2019 (COVID-19): Role of Chest CT in Diagnosis and Management. AJR Am J Roentgenol. 2020 Mar 4:1-7. PubMed: https://pubmed.gov/32130038. Full-text: https://doi.org/10.2214/AJR.20.22954

Li Y, Yao L, Li J, et al. Stability issues of RT-PCR testing of SARS-CoV-2 for hospitalized patients clinically diagnosed with COVID-19. J Med Virol. 2020 Mar 26. PubMed: https://pubmed.gov/32219885. Full-text: https://doi.org/10.1002/jmv.25786

Liu Y, Yan LM, Wan L, et al. Viral dynamics in mild and severe cases of COVID-19. Lancet Infect Dis. 2020 Mar 19. PubMed: https://pubmed.gov/32199493. Full-text: https://doi.org/10.1016/S1473-3099(20)30232-2

Loeffelholz MJ, Tang YW. Laboratory diagnosis of emerging human coronavirus infections – the state of the art. Emerg Microbes Infect. 2020 Dec;9(1):747-756. PubMed: https://pubmed.gov/32196430. Full-text: https://doi.org/10.1080/22221751.2020.1745095

Mo H, Zeng G, Ren X, et al. Longitudinal profile of antibodies against SARS-coronavirus in SARS patients and their clinical significance. Respirology. 2006 Jan;11(1):49-53. PubMed: https://pubmed.gov/16423201. Full-text: https://doi.org/10.1111/j.1440-1843.2006.00783.x

Nair A, Rodrigues JCL, Hare S, et al. A British Society of Thoracic Imaging statement: considerations in designing local imaging diagnostic algorithms for the COVID-19 pandemic. Clin Radiol. 2020 May;75(5):329-334. PubMed: https://pubmed.gov/32265036. Full-text: https://doi.org/10.1016/j.crad.2020.03.008.

Okba NMA, Muller MA, Li W, et al. Severe Acute Respiratory Syndrome Coronavirus 2-Specific Antibody Responses in Coronavirus Disease 2019 Patients. Emerg Infect Dis. 2020 Apr 8;26(7). PubMed: https://pubmed.gov/32267220.

Pan Y, Long L, Zhang D, et al. Potential false-negative nucleic acid testing results for Severe Acute Respiratory Syndrome Coronavirus 2 from thermal inactivation of samples with low viral loads. Clin Chem. 2020 Apr 4. pii: 5815979. PubMed: https://pubmed.gov/32246822. Full-text: https://doi.org/10.1093/clinchem/hvaa091

Pan Y, Zhang D, Yang P, Poon LLM, Wang Q. Viral load of SARS-CoV-2 in clinical samples. Lancet Infect Dis. 2020 Feb 24. PubMed: https://pubmed.gov/32105638. Full-text: https://doi.org/10.1016/S1473-3099(20)30113-4

Petherick A. Developing antibody tests for SARS-CoV-2. Lancet. 2020 Apr 4;395(10230):1101-1102. PubMed: https://pubmed.gov/32247384. Full-text: https://doi.org/10.1016/S0140-6736(20)30788-1

Qin C, Liu F, Yen TC, Lan X. (18)F-FDG PET/CT findings of COVID-19: a series of four highly suspected cases. Eur J Nucl Med Mol Imaging. 2020 Feb 22. PubMed: https://pubmed.gov/32088847. Full-text: https://doi.org/10.1007/s00259-020-04734-w

Qiu L, Liu X, Xiao M, et al. SARS-CoV-2 is not detectable in the vaginal fluid of women with severe COVID-19 infection. Clin Infect Dis 2020, April 2. Full-text: https://doi.org/10.1093/cid/ciaa375

Raptis CA, Hammer MM, Short RG, et al. Chest CT and Coronavirus Disease (COVID-19): A Critical Review of the Literature to Date. AJR Am J Roentgenol. 2020 Apr 16:1-4. PubMed: https://pubmed.gov/32298149. Full-text: https://doi.org/10.2214/AJR.20.23202

Rodrigues JCL, Hare SS, Edey A, et al. An update on COVID-19 for the radiologist – A British society of Thoracic Imaging statement. Clin Radiol. 2020 May;75(5):323-325. PubMed: https://pubmed.gov/32216962. Full-text: https://doi.org/10.1016/j.crad.2020.03.003

Rothe C, Schunk M, Sothmann P, et al. Transmission of 2019-nCoV Infection from an Asymptomatic Contact in Germany. N Engl J Med. 2020 Mar 5;382(10):970-971. PubMed: https://pubmed.gov/32003551. Full-text: https://doi.org/10.1056/NEJMc2001468

Saito M, Adachi E, Yamayoshi S, et al. Gargle lavage as a safe and sensitive alternative to swab samples to diagnose COVID-19: a case report in Japan. Clin Infect Dis. 2020 Apr 2. pii: 5815296. PubMed: https://pubmed.gov/32241023. Full-text: https://doi.org/10.1093/cid/ciaa377

Salehi S, Abedi A, Balakrishnan S, Gholamrezanezhad A. Coronavirus Disease 2019 (COVID-19): A Systematic Review of Imaging Findings in 919 Patients. AJR Am J Roentgenol. 2020 Mar 14:1-7. PubMed: https://pubmed.gov/32174129. Full-text: https://doi.org/10.2214/AJR.20.23034

Scorzolini L, Corpolongo A, Castilletti C, Lalle E, Mariano A, Nicastri E. Comment of the potential risks of sexual and vertical transmission of Covid-19 infection. Clin Infect Dis. 2020 Apr 16. pii: 5820874. PubMed: https://pubmed.gov/32297915. Full-text:  https://doi.org/10.1093/cid/ciaa445

Shi H, Han X, Jiang N, et al. Radiological findings from 81 patients with COVID-19 pneumonia in Wuhan, China: a descriptive study. Lancet Infect Dis. 2020 Apr;20(4):425-434. PubMed: https://pubmed.gov/32105637. Full-text: https://doi.org/10.1016/S1473-3099(20)30086-4

Soldati G, Smargiassi A, Inchingolo R, et al. Is there a role for lung ultrasound during the COVID-19 pandemic? J Ultrasound Med. 2020 Mar 20. PubMed: https://pubmed.gov/32198775. Full-text: https://doi.org/10.1002/jum.15284

Song C, Wang Y, Li W, et al. Absence of 2019 Novel Coronavirus in Semen and Testes of COVID-19 Patients. Biol Reprod. 2020 Apr 16. pii: 5820830. PubMed: https://pubmed.gov/32297920. Full-text: https://doi.org/10.1093/biolre/ioaa050

Sun Y, Koh V, Marimuthu K, et al. Epidemiological and Clinical Predictors of COVID-19. Clin Infect Dis. 2020 Mar 25. pii: 5811426. PubMed: https://pubmed.gov/32211755. Full-text: https://doi.org/10.1093/cid/ciaa322

To KK, Tsang OT, Leung WS, et al. Temporal profiles of viral load in posterior oropharyngeal saliva samples and serum antibody responses during infection by SARS-CoV-2: an observational cohort study. Lancet Infect Dis. 2020 Mar 23. pii: S1473-3099(20)30196-1. PubMed: https://pubmed.gov/32213337. Full-text: https://doi.org/10.1016/S1473-3099(20)30196-1

Vetrugno L, Bove T, Orso D, et al. Our Italian Experience Using Lung Ultrasound for Identification, Grading and Serial Follow-up of Severity of Lung Involvement for Management of Patients with COVID-19. Echocardiography. 2020 Apr 1. PubMed: https://pubmed.gov/32239532. Full-text: https://doi.org/10.1111/echo.14664

Wang W, Xu Y, Gao R, et al. Detection of SARS-CoV-2 in Different Types of Clinical Specimens. JAMA. 2020 Mar 11. pii: 2762997. PubMed: https://pubmed.gov/32159775. Full-text: https://doi.org/10.1001/jama.2020.3786

Wang X, Yao H, Xu X, et al. Limits of Detection of Six Approved RT-PCR Kits for the Novel SARS-coronavirus-2 (SARS-CoV-2). Clin Chem. 2020 Apr 13. pii: 5819547. PubMed: https://pubmed.gov/32282874.

Wang Y, Dong C, Hu Y, et al. Temporal Changes of CT Findings in 90 Patients with COVID-19 Pneumonia: A Longitudinal Study. Radiology. 2020 Mar 19:200843. PubMed: https://pubmed.gov/32191587. Full-text: https://doi.org/10.1148/radiol.2020200843

Wolfel R, Corman VM, Guggemos W, et al. Virological assessment of hospitalized patients with COVID-2019. Nature. 2020 Apr 1. pii: 10.1038/s41586-020-2196-x. PubMed: https://pubmed.gov/32235945. Full-text: https://doi.org/10.1038/s41586-020-2196-x

Wu Y, Guo C, Tang L, et al. Prolonged presence of SARS-CoV-2 viral RNA in faecal samples. Lancet Gastroenterol Hepatol. 2020 Mar 19. pii: S2468-1253(20)30083-2. PubMed: https://pubmed.gov/32199469. Full-text: https://doi.org/10.1016/S2468-1253(20)30083-2

Xia J, Tong J, Liu M, Shen Y, Guo D. Evaluation of coronavirus in tears and conjunctival secretions of patients with SARS-CoV-2 infection. J Med Virol. 2020;1-6. https://doi.org/10.1002/jmv.25725.

Xiao AT, Tong YX, Zhang S. False-negative of RT-PCR and prolonged nucleic acid conversion in COVID-19: Rather than recurrence. J Med Virol. 2020 Apr 9. PubMed: https://pubmed.gov/32270882. Full-text: https://doi.org/10.1002/jmv.25855

Xiao DAT, Gao DC, Zhang DS. Profile of Specific Antibodies to SARS-CoV-2: The First Report. J Infect. 2020 Mar 21. pii: S0163-4453(20)30138-9. PubMed: https://pubmed.gov/32209385. Full-text: https://doi.org/10.1016/j.jinf.2020.03.012

Xie X, Zhong Z, Zhao W, Zheng C, Wang F, Liu J. Chest CT for Typical 2019-nCoV Pneumonia: Relationship to Negative RT-PCR Testing. Radiology. 2020 Feb 12:200343. PubMed: https://pubmed.gov/32049601. Full-text: https://doi.org/10.1148/radiol.2020200343

Xu J, Wu R, Huang H, et al. Computed Tomographic Imaging of 3 Patients With Coronavirus Disease 2019 Pneumonia With Negative Virus Real-time Reverse-Transcription Polymerase Chain Reaction Test. Clin Infect Dis. 2020 Mar 31. pii: 5814104. PubMed: https://pubmed.gov/32232429. Full-text: https://doi.org/10.1093/cid/ciaa207

Xu K, Chen Y, Yuan J, et al. Factors associated with prolonged viral RNA shedding in patients with COVID-19. Clin Infect Dis. 2020 Apr 9. pii: 5818308. PubMed: https://pubmed.gov/32271376. Full-text: https://doi.org/10.1093/cid/ciaa351

Yu F, Yan L, Wang N, et al. Quantitative Detection and Viral Load Analysis of SARS-CoV-2 in Infected Patients. Clin Infect Dis. 2020 Mar 28. PubMed: https://pubmed.gov/32221523. Full-text: https://doi.org/10.1093/cid/ciaa345

Yuan J, Kou S, Liang Y, Zeng J, Pan Y, Liu L. PCR Assays Turned Positive in 25 Discharged COVID-19 Patients. Clin Infect Dis. 2020 Apr 8. pii: 5817588. PubMed: https://pubmed.gov/32266381. Full-text: https://doi.org/10.1093/cid/ciaa398

Zhao J, Yuan Q, Wang H, et al. Antibody responses to SARS-CoV-2 in patients of novel coronavirus disease 2019. Clin Infect Dis. 2020 Mar 28. PubMed: https://pubmed.gov/32221519. Full-text: https://doi.org/10.1093/cid/ciaa344

Zou L, Ruan F, Huang M, et al. SARS-CoV-2 Viral Load in Upper Respiratory Specimens of Infected Patients. N Engl J Med. 2020 Mar 19;382(12):1177-1179. PubMed: https://pubmed.gov/32074444. Full-text: https://doi.org/10.1056/NEJMc2001737